Флюоресцентная спектроскопия в исследованиях бeлково-нуклеиновых взаимодействий в хроматине

Краткий обзор, посвященный изучению молекулярной организации хроматина флюоресцентными методами. Излагаются результаты исследований хроматина и нуклеосомы при помощи специфичных для ДНК и белков флюоресцентных зондов и меток, а также данные собственной белковой флюоресценции, главным образом получен...

Full description

Saved in:

Bibliographic Details
Published in:	Биополимеры и клетка
Date:	1992
Main Authors:	Сиволоб, А.В., Храпунов, С.Н.
Format:	Article
Language:	Russian
Published:	Інститут молекулярної біології і генетики НАН України 1992
Subjects:	Структура и функции биополимеров
Online Access:	https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/154246
Tags:	Add Tag No Tags, Be the first to tag this record!
Journal Title:	Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine
Cite this:	Флюоресцентная спектроскопия в исследованиях бeлково-нуклеиновых взаимодействий в хроматине / А.В. Сиволоб, С.Н. Храпунов // Биополимеры и клетка. — 1992. — Т. 8, № 1. — С. 89-100. — Бібліогр.: 62 назв. — рос.

Institution

Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine

_version_	1860197649798397952
author	Сиволоб, А.В. Храпунов, С.Н.
author_facet	Сиволоб, А.В. Храпунов, С.Н.
citation_txt	Флюоресцентная спектроскопия в исследованиях бeлково-нуклеиновых взаимодействий в хроматине / А.В. Сиволоб, С.Н. Храпунов // Биополимеры и клетка. — 1992. — Т. 8, № 1. — С. 89-100. — Бібліогр.: 62 назв. — рос.
collection	DSpace DC
container_title	Биополимеры и клетка
description	Краткий обзор, посвященный изучению молекулярной организации хроматина флюоресцентными методами. Излагаются результаты исследований хроматина и нуклеосомы при помощи специфичных для ДНК и белков флюоресцентных зондов и меток, а также данные собственной белковой флюоресценции, главным образом полученные авторами обзора. Продемонстрированы и обсуждены возможности различных подходов флюоресцентной спектроскопии при изучении белково-нуклеиновых взаимодействий, позволяющих зачастую получать уникальную информацию о структуре и динамике нуклеопротеидных комплексов. Короткий огляд, присвячений вивченню молекулярної організації хроматину флюоресцентними методами. Викладено результати досліджень хроматину та нуклеосоми за допомогою специфічних для ДНК та білків флюоресцентних зондів і міток, а також дані власної білкової флюоресценції, головним чином одержані авторами огляду. Продемонстровано і обговорено можливості різних підходів флюоресцентної спектроскопії при вивченні білково-нуклеїнової взаємодії, що дозволяють одержувати унікальну інформацію щодо структури та динаміки нуклеопротеїдних комплексів. The brief review dealt with the investigations of chromatin molecular organization by the fluorescent methods. The results of chromatin and nucleosome studies, which have been obtained by using of proteins and DNA labelling by fluorescent dyes, as well as the data of intrinsic protein fluorescence obtained mainly by the authors, are described. The advantages of the different fluorescent approaches, which allow to obtain a unique information about protein-nucleic acids complexes structure and dynamics, are demonstrated and discussed.
first_indexed	2025-12-07T18:09:21Z
format	Article
fulltext	У Д К 577.3:576.315.42 А. В. Сиволоб, С. Η. Храпунов ФЛЮОРЕСЦЕНТНАЯ СПЕКТРОСКОПИЯ В ИССЛЕДОВАНИЯХ БEЛKOBO-НУКЛЕИНОВЫХ ВЗАИМОДЕЙСТВИЙ В ХРОМАТИНЕ Краткий обзор, посвященный изучению молекулярной организации хроматина флюоре- сцентными методами. Излагаются результаты исследований хроматина и нуклеосомы при помощи специфичных для ДНК и белков флюоресцентных зондов и меток, а также данные собственной белковой флюоресценции, главным образом полу- ченные авторами обзора. Продемонстрированы и обсуждены возможности различных подходов флюоресцентной спектроскопии при изучении белково-нуклеиновых взаимодей- ствий, позволяющих зачастую получать уникальную информацию о структуре и дина- мике нуклеопротеидных комплексов. Введение. Хроматин эукариот представляет собой сложноорганизован- ный нуклеопротеидный комплекс. Принципы его организации хорошо изучены. Первым уровнем организации хроматина является цепь нуклеосом. Нуклеосома включает белковую сердцевину — октамер ги- стонов Н2А, Н2В, НЗ и Н4 (по две молекулы каждого типа) и участок Д Н К длиной 146 пар оснований (п. о.), образующий на поверхности октамера 1,8 левого витка сверхспирали [1, 2] . Центральное место в нуклеосоме занимает тетрамер гистонов (НЗ—Н4) 2 , взаимодействую- щий с полным супервитком Д Н К , два симметрично расположенных димера Н2А—Н2В связаны с концевыми участками нуклеосомной Д Н К по 20—25 п. о. [3]. Описанную структуру часто называют кор-частицей нуклеосомы. Взаимодействие кор-частицы с одной молекулой гистона H l приводит к образованию полной нуклеосомы, содержащей два сверх- витка длиной 166 п. о. [1, 2]. Гистон Hl играет также определяющую роль в каднуклеосомной укладке Д Н К , конденсируя полинуклеосомную нить в фибриллу тол- щиной 30 нм [1, 2, 4]. Гистоны, таким образом, являются основными структурными белками хроматина. Исследования молекулярной организации хроматина и ее дина- мики имеют большое значение для понимания механизмов функцио- нирования генетического аппарата клетки. Различные спектральные методы, позволяющие изучать тонкие детали молекулярной структуры, оказываются незаменимым инструментом в такого рода исследованиях. Настоящая статья посвящена краткому обзору результатов, полученных при помощи методов флюоресцентной спектроскопии. В первом разделе рассматриваются подходы, использующие флюоресценцию искуCCTBC ί I - ных меток и зондов и позволяющие изучать состояние Д Н К и белков в составе нуклеопротеидных комплексов хроматина. Второй раздел посвящен результатам, полученным, в основном, в нашей лаборатории методами изучения собственной флюоресценции белков. Флюоресценция меток и зондов. И з у ч е н и е H у к л е И H о в о г о к о м п о н е н т а х р о м а т и н а . Известны самые разнообразные флюо- ресцирующие красители, связывающиеся с Д Н К . Их применение в ис- следованиях белково-нуклеиновых комплексов хроматина обусловлено обычно изменением квантового выхода или других параметров их флюоресценции при взаимодействии этих красителей с Д Н К и другими 11 у к л с и н о в ы м и к и с л о т а м и . Наиболее изученныхми и популярными являются акридин оранже- вый и бромистый этидий, связывающиеся с Д Н К путем иитеркаляции между парами оснований. Благодаря радикальным отличиям в спектрах флюоресценции акридина при его связывании с Д Н К и Р Н К этот краситель широко используется для определения соотношения двух типов нуклеиновых кислот в хроматине, ядрах и целых клетках [5]. Квантовый С) А. В. СИВОЛОБ, с . Н. ХРАПУНОВ, 1992 ISSN 0233-7G57. Б И О П О Л И М Е Р Ы И КЛЕТКА. 1992. Т. 8. № 1 89 выход флюоресценции этидия повышается примерно в 20 раз при связывании с Д Н К [6], что позволяет количественно определять Д Н К в составе нуклеопротеидов, в частности, непосредственно в клетках [5]. Оба эти красители часто используют для определения степени доступности Д Н К в составе нуклеопротеидов путем анализа изотерм адсорбции. Особенно просто изотермы регистрируются для этидия, так как только интеркалированный краситель даег заметный вклад в изме- ряемую интенсивность флюоресценции. Анализ процесса связывания этидия с хроматином и нуклеосомами [7] показывает, что в первую очередь краситель связывается со сво- бодными от гистонов межнуклеосомными участками Д Н К , сродство этидия к нуклеосомной Д Н К намного ниже. При высокой концентра- ции этидий начинает связываться с нуклеосомной Д Н К , которая имеет две области, различающиеся по сродству к красителю: в первую очередь происходит связывание с концевыми (примерно по 20 п. о.) участками нуклеосомной Д Н К , затем связывание с центральным супервитком индуцирует разворачивание нуклеосомы. В работах [8, 9] исследования затухания анизотропии флюорес- ценции этидия были использованы для определения торсионной жестко- сти (жесткости кручения) Д Н К в нуклеосоме и хроматине. По этим данным, торсионная жесткость не изменяется при включении Д Н К в нуклеосому [8, 9], жесткость Д Н К в хроматине возрастает при его переходе в конденсированное состояние [9]. Такой подход может ока- заться полезным при изучении динамики молекулярной структуры хроматина, однако к результатам определения торсионной жесткости следует подходить с осторожностью. Во-первых, как указано выше, этидий связывается, в основном, с межнуклеосомными и концевыми нуклеосомными участками Д Н К , что не позволяет, по-видимому, оце- нить среднюю торсионную жесткость всей нуклеосомной Д Н К [10]. Во-вторых, метод затухания анизотропии флюоресценции, использован- ный первоначально для определения торсионной жесткости свободной Д Н К [11], дает заниженные оценки жесткости [12, 13]. Другой важной областью применения этидия является его исполь- зование для определения уровня торсионных напряжений (или степени сверхспирализации) в Д Н К , включенной в структуры с топологически- ми ограничениями. Простейшим примером такой структуры является кольцевая ковалентно замкнутая Д Н К . Хроматин в ядрах клеток эука- риот организован в виде петель, жестко закрепленных на скелетных структурах ядра [14, 15], и к а ж д а я такая петля топологически эквива- лентна кольцевой ДНК- Интеркаляция этидия между парами оснований сопровождается локальным раскручиванием двух соседних пар на определенный угол. Поэтому при наличии в кольцевой Д Н К отрица- тельных сверхвитков (двойная спираль частично раскручена по отно- шению к равновесному состоянию) интсркалированная молекула этидия частично снимает торсионные напряжения, что увеличивает сродство этидия к отрицательно сверхспирализованной Д Н К [16]. Сравнение изотерм адсорбции этидия на сверхспирализованной и релаксированной Д Н К позволяет легко определить степень, а также энергию сверхспи- реализации. Такой подход был применен для оценки уровня торсионных напря- жений в политепной хромосоме [17]. Ф л ю о р е с ц е н т н ы е м е т к и в б е л к а х . Большинство мето- дов исследования молекулярной структуры хроматина (включая опи- санные выше) дает информацию об обшей форме частиц или о состоя- нии Д Н К в их составе. Это заставляет искать эффективные подход:л для изучения белков в составе хроматиновых структур. Одной и:) воз- можностей является использование флюоресцентных меток, ковалентно связывающихся с белками. Рассмотрим некоторые полученные при по- мощи меток результаты, дающие представление о возможности этих методов. ISSN 0233-7657. ЫI ОГК) ЛI !МЕРЫ II КЛЕТКА. 1992. ί\ 8. № 1 В работе [18] исследовалось связывание с Д Н К гисгона HI , ме- ченного по N-концу флюоресцеинизотиоцианатом. Флюоресценция метки эффективно тушится при взаимодействии белка с Д Н К , что позволяет определять термодинамические параметры связывания. Было показано, что связывание гистона H l с Д Н К характеризуется положительной кооперативностью, определены константа связывания и фактор коопе- ративное™ в зависимости от ионной силы раствора. Кооперативное™ связывания в данном случае может быть объяснена переходом Д Н К в компактную форму в присутствии гистона Hl [19]. Следует отме- тить, что в работе [18] были получены явно заниженные оценки числа ионных контактов гистона H l с Д Н К . Вероятно, это связано с особен- ностями структуры гистона H l , имеющего глобулярный домен в цент- ральной части полипептидной цепи и два протяженных неупорядочен- ных концевых участка [20], причем эти три части молекулы могут по-разному взаимодействовать с Д Н К [21]. То есть метка по N-концу позволяет следить лишь за этим участком, не давая полной информации о поведении целой молекулы гистона H l . Д л я изучения белково-нуклеиновых комплексов хроматина может представлять интерес такой краситель, как флюорескамин. После до- бавления к водному раствору белка флюорескамин образует интенсивно флюоресцирующий ковалентный комплекс с аминогруппами лизиновых остатков; избыток красителя, реагируя с молекулами воды, превраща- ется в нефлюоресцирующее соединение [22]. Реакция с флюоресками- ном может быть использована для определения числа доступных лизи- новых остатков в нуклеопротеидах. Например, уровень модификации гистонов флюорескамином резко возрастает при диссоциации нуклеосом в растворах с высокой ионной силой [22]. В работе Кантора и сотр. [23] проведено детальное исследование зависимых от ионной силы конформационных изменений в нуклеосоме при помощи изучения флюоресценции меток, ковалентно связанных с SH-группами гистона НЗ. Интенсивность и положение максимума спектра флюоресценции использовавшихся меток чувствительны к по- лярности окружения. Кроме того, применяли измерения эффективности переноса энергии, дающие информацию о расстоянии между SH-груп- пами двух гистонов НЗ в нуклеосоме, и динамическое тушение флюо- ресценции меток акрилам идом, позволяющее определить степень доступности метки для молекул тушителя. На основе этих подходов в работе [23] выявлены четыре зависимые от ионной силы структурные формы нуклеосомы, различающиеся состоянием SH-групп, т. е. кон- формацией тетрамера гистонов (НЗ—Н4) 2 : 1) 0,5—5,0 мМ N a C l — нуклеосома декомпактизована, SH-группы экспонированы в раствор; 2) 5,0—100 мМ — компактная форма, SH-группы погружены внутрь белковой сердцевины, сближены между собой и недоступны: 3) 1001— 350 мМ -— незначительная декомпактизация нуклеосомы; 4) в области 600' мМ — развернутая форма нуклеосомы. Использование меток по SH-группам позволило Д а б а н у π Кантору провести кинетические исследования процесса самосборки нуклеосомы [24, 25], регистрируя во времени интенсивность флюоресценции метки после скачка ионной силы раствора из области, соответствующей дис- социированному состоянию гистонов и Д Н К , в область низкой кон- центрации соли. Было показано, что связывание гистонов с Д Н К происходит весьма быстро (за мертвое время кинетического экспери- мента), и в этом случае фактически изучалось образование уникальной структуры октамера гистонов, которые уже связаны с Д Н К . Этот про- цесс включает несколько стадий и может быть сопряжен с перераспре- делением гистонов (особенно Н2А и Н2В) на Д Н К [24]. Первичным моментом сборки является образование комплекса (НЗ—Н4) 2 с Д Н К , т. е. тетрамер определяет направление сборки нуклеосомы. Однако для формирования ее иативной структуры необходимо присутствие гистонов Н2А, Н2В; в противном случае возможно образование «тупикового» комплекса НЗ—Н4—ДНК, неспособного превращаться в нативные ISSN 0233-7G57. БИОПОЛИМЕРЫ И К ^7TK'.\ 1<Я2. Т. 8. № 1 91 нуклеосомные частицы даже при последующем добавлении в систему гистонов Н2А и Н2В [25]. Итак, применение флюоресцентных меток и зондов позволяет получать уникальную информацию о молекулярной структуре и дина- мике б е л к о в о - н у к л е и н о в ы х комплексов хроматина. Однако всегда воз- никает вопрос о том, насколько молекула зонда или метки, иногда довольно массивная, пертурбирует изучаемую структуру и, следова- Рис. 1. Спектры флюоресценции тирозина в воде (1) и октамера гистонов (Н2А— Н2В—НЗ—Н4)2 в 4 M NaCl (2) Рис. 2. Интенсивность тирозиновой флюоресценции реконструированных нуклеосом в зависимости от ионной силы тельно, насколько адекватны получаемые результаты. Этот вопрос сни- мается, когда исследуется флюоресценция естественных флюоресцирую- щих хромофоров белков — аминокислотных остатков триптофана и тирозина. Собственная флюоресценция белков. О с о б е н н о с т и τ и р о з и- н о в о й ф л ю о р е с ц е н ц и и г и с т о н о в . Гистоны не содержат в своем составе остатков триптофана [26] и вся их собственная флюорес- ценция обусловлена остатками тирозина. Д о недавнего времени счита- лось, что положение максимума и форма спектров флюоресценции тирозина в белках неизменны и не зависят от свойств микроокружения. В ряде проведенных в нашей лаборатории исследований [27—34] уста- новлено, что положение максимума спектров тирозина чувствительно к особенностям его микроокружения в растворе и в составе белков. Сдвиги спектра флюоресценции при этом составляют 2—3 нм и их удобно регистрировать двухволновым методом: измеряя так называемый параметр By представляющий собой отношение иитенсивностей флюо- ресценции на крыльях спектра. На рис. 1 представлены спектры флюоресценции тирозина и октамера гистонов (Н2А—Н2В—НЗ—Н4) 2. Видно, сколь существенно изменяется параметр В при сдвиге спектра. Детальный анализ спектральных свойств тирозина в модельных соединениях [33] позволил доказать, что определяющую роль в сдвигах спектров флюоресценции играет образование водородных связей. Так, замена водородной связи гидроксильной группы тирозина с молекулами воды, когда гидроксил выступает одновременно в роли донора и акцептора водорода, на преимущественно протон-донорскую связь приводит к существенному длинноволновому сдвигу спектра флюо- ресценции [33]. В табл. 1 представлены спектральные параметры тирозина, его производных и тирозиновых остатков в составе гистонов в различных условиях по данным работ [28—31, 34, 35]. Как видно из этой табли- цы, гистоны могут быть разделены на два класса по спектральным свойствам своих тирозиновых остатков. К первому классу относится гистон H l . Спектр флюоресценции его единственного тпрозинового остатка не претерпевает сдвигов ни при каких условиях; в то же время образование нативной структуры белка при увеличении ионной силы приводит к существенному возрастанию квантового выхода флюо- ресценции. Второй класс составляют коровые гистоны Н2А, Н2В, НЗ 92 ISSN 0233-7657. БИОПОЛИМЕРЫ И К Л ETJO 1992. Т. 8. Nfc Т а б л и ц а 1 Параметры спектров тирозиновой флюоресценции Объект Условия ! В ^max' н м я Тирозин Вода 1,0 303,4 0,21 Этиловый эфир N-ацетилтирозина » 1,16 304,1 0,05 Гистон Hl 5 мМ трис-НС1 1,05 303,6 0,06 » 1 M NaCl 1,1 304,0 0,20 Димер 112А — Н2В 0,1 M NaCl 1,52 305,5 0,085 Тетрамер (НЗ — Н4)2 0,1 Al NaCl 1,56 305,2 0,074 Октамер (Н2А — 0,1—0,7 M NaCl ** 1,54 305,7 0,08 Н2В — Н З — Н 4 ) 2 » 2 M NaCl 1,68 306,3 0,085 » 4 M NaCl 1,74 306,5 0,085 * Аналог состояния тирозина в составе полипептидной цепи; близкие значения пара- метров имеют денатурированные тирозинсодержащие белки; ** условия распада ок- тамера на тетрамер (НЗ — Н4)2 и два димера Н2А — Н2В; В — параметр спектра флюоресценции; ЯШах — длина волны максимума спектра; q — квантовый выход флюо- ресценции. и Н4. Их пары образуют стабильные комплексы — димер Н2А—Н2В и тетрамер (НЗ—Н4) 2, которые, в свою очередь, формируют октамер (И2А—Н2В—НЗ—Н4) 2 в 2 M NaCl (или в комплексе с Д Н К ) . Кван- товый выход флюоресценции всех этих комплексов, как видно из табл. 1, примерно одинаков, но существенно различается положение максимума спектров. Спектры флюоресценции димера и тетрамера (или их смеси) сдвинуты в длинноволновую область по сравнению с тирозином. Формирование октамера, которое сопровождается вовлече- нием дополнительного числа тирозиновых остатков в водородные связи [36, 37], приводит к еще более существенному длинноволновому сдви- гу. Если для стабильного октамера (в 2 M и выше NaCl, рН около 7,0 и при концентрации белка больше 1 мг/мл) характерно значение пара- метра В около 1,7, то при снижении ионной силы, концентрации белка, рН, а также при повышении температуры или добавлении 2 M мочевины, когда разрушаются специфические контакты между димером и тетрамером с участием тирозиновых остатков, значение параметра В снижается до величины порядка 1,5, характерной для невзаимодей- ствующих димера и тетрамера. В дальнейшем мы обсудим применение флюоресцентной спектро- скопии тирозинового хромофора при исследовании гистон-нуклеиновых комплексов. Ф л ю о р е с ц е н ц и я т и р о з и н а в с о с т а в е н у к л е о п р о - т е и д о в . Характерным свойством, отличающим флюоресценцию тиро- зина в составе комплексов с нуклеиновыми кислотами, является существенное тушение этой флюоресценции. Такое тушение наблюда- ется в комплексах с нуклеиновыми кислотами тирозин-содержащих пептидов типа Lys-Tyr-Lys [38—40], поли(Lys-Tyr) [41], гистона Hl [42, 43], октамера гистонов [44, 45], а также в нативных кор-частицах нуклеосом [46, 47]. По данным ЯМР-спектроскопии [38,39] и калори- метрических измерений [48], тирозил в составе трипептидов Lys-Tyr- Lys, в отличие от триптофанила, не способен к заметной интеркаляции между основаниями Д Н К . Тушение флюоресценции таких трипептидов в комплексе с Д Н К нельзя объяснить также образованием водородной связи между тирозином и компонентами нуклеиновых кислот [39]. Наиболее вероятным механизмом тушения считается миграция энергии с тирозина на азотистые основания [39—40]. Как показано в работах [42, 43] для комплексов H l — Д Н К , эффективность тушения их флюо- ресценции зависит от длины волны возбуждающего света: тушение менее значительно при возбуждении флюоресценции в области корот- коволновой полосы поглощения тирозина (в области 230 им) по срав- ISSN 0233-7657. БИОПОЛИМЕРЫ И КЛЕТКА. Jyg2. 3. До 93 нению с длинноволновой полосой (260—280 нм). Физическая сущность этого явления неясна. Поскольку эффективность миграции энергии зависит от взаимной ориентации дипольных моментов электронных переходов в доноре и акцепторе [49], а дипольные моменты, соответ- ствующие двум полосам в спектре поглощения тирозина, взаимно перпендикулярны [50], можно пред- положить, что обнаруженный эффект обусловлен преимущественной ори- ентацией тирозинового остатка по отношению к азотистым основаниям Д Н К в комплексе H l - Д Н К . Независимо от природы туше- ния флюоресценции тирозин-содер- жащих белков в комплексе с Д Н К это тушение является чувствитель- ным и простым индикатором связы- вания белка с нуклеиновой кисло- Рис. 3. Зависимости от ионной силы анизо- тропии флюоресценции R реконструирован- ных полинуклеосом, а также параметра В их спектров флюоресценции в отсутствие (1) и в присутствии (2) гистона H l той и может быть использовано для экспериментального определения термодинамических параметров ассоциации. В частности, мы применили измерения тирозиновой флюоресценции гистона H l для изучения особен- ностей взаимодействия его глобулярного домена с Д Н К [32, 43]. Ф л ю о р е с ц е н ц и я н у к л е о с о м . Как указывалось во введе- нии, нуклеосома представляет собой комплекс Д Н К и октамера гистонов (Н2А—Н2В—НЗ—Н4) 2 . Изучая тирозиновую флюоресценцию этого комплекса, фактически мы следим за изменениями в белковом компо- ненте нуклеосомы, не внося каких-либо возмущений в его структуру (в отличие от метода флюоресцентных меток). Ниже рассмотрены, в основном, результаты, полученные в работах [44, 45] на реконструиро- ванных нуклеосомах. Флюоресценция гистонового октамера в комплексе с Д Н К сущест- венно потушена, в диапазоне 0,8—2,0 M NaCl, т. е. в области диссоциа- ции коровых гистонов Д Н К , интенсивность флюоресценции возра- стает в 3,5 раза. Изложенное иллюстрирует рис. 2 из работы [44]. Сходные результаты получены для нативных кор-частиц нуклео- сом [46, 47]. Кривая на рис. 2 не изменяется в присутствии гистона H l [45] и свидетельствует лишь об изменении в связывании гистонов с Д Н К при повышении ионной силы, не давая информации о струк- турных перестройках октамера в составе нуклеосомы. Значительно более информативными оказываются анизотропия и параметр В спектра флюоресценции. На рис. 3 представлены зависимости этих параметров от ионной силы для реконструированных нуклеосом из работ [44, 45]. Рассмот- рим кривую для нуклеосом в отсутствие гистона H l на рис. 3. Харак- терно, что анизотропия и параметр В изменяются сходным образом. При увеличении ионной силы от 0,5 до 3 мМ наблюдается возрастание параметра В от 1,47 до 1,77. Первое значение близко к величине В для эквимолярной смеси димера и тетрамера, второе — к параметру В для октамера гистонов в 4 M NaCl (см. табл. 1). Возрастание ани- зотропии флюоресценции, аналогичное приведенному на рис. 3,, зареги- стрировано также для нативных коровых частиц нуклеосом [46, 47]. Структурный переход в нуклеосоме при низкой ионной силе хорошо известен: снижение концентрации соли до 1 мМ и ниже вызывает на- бухание кор-частиц нуклеосом [51], частичное разворачивание нуклео- 94 ISSN С233-7Є57. БИОПОЛИМЕРЫ Pi КЛЕТКА. 1992. Т. 8. № 1 сомной Д Н К [52, 53], изменения в состоянии SH-групи гистона НЗ [23} (см. первый раздел) , нарушение контактов между гистонами Н2В— Н4 при сохранении контактов Н2А—Н2В [54]. Именно последнее об- стоятельство, по-видимому, играет главную роль в изменении параметров флюоресценции, поскольку низкие значения В свойственны смеси невзаимодействующих димеров и тетрамеров. Увеличение ионной силы до 3 мМ приводит к восстановлению специфических водородных связей димера Н2А—Н2В с тетрамером (НЗ—Н4) 2 , при этом снижается по- движность тирозиновых остатков (возрастание анизотропии) и увели- чивается параметр В. Молекулярные механизмы структурного перехода при низкой ионной силе обсуждаются ниже. В области ионной силы 3—20 мМ параметр В и анизотропия флюоресценции (см. рис. 3) сохраняют наивысшие значения, соответ- ствующие пара метрам свободного октамера в 4 M NaCl. Очевидно, в этой области реализуется наиболее компактное состояние октамера в комплексе с Д Н К , характеризующееся наибольшим числом тирозино- вых остатков, вовлеченных в водородные связи. В диапазоне 20і—30 мМ NaCl фиксируется второй конформационный переход в нуклеосомах (см. рис. 3), в ходе которого наблюдается незначительное снижение параметра В и анизотропии флюоресценции, указывающее на увели- чение подвижности части тирозиновых остатков. Эти значения В и анизотропии, сходные с параметрами свободного октамера з 2 M NaCl (см. табл. 1), сохраняются в нуклеосомах до 600 мМ NaCl (см. рис. 3). В области 600—1200 мМ NaCl происходит диссоциация димера Н2А—Н2В из нуклеосомы [55]. Ясно, что разрушение октамера гисто- нов в ходе этой диссоциации обусловливает наблюдаемое снижение параметра В и анизотропии (см. рис. 3), которое сопровождается воз- растанием интенсивности флюоресценции (см. рис. 2) . Н и ж е процесс диссоциации анализируется более подробно. Таким образом, параметры собственной тирозиновой флюоресцен- ции гистонов выявляют три структурные формы нуклеосомы, различаю- щиеся по состоянию контактов между димером Н2А—Н2В и тетраме- ром (НЗ—Н4) 2 , в различных диапазонах ионной силы раствора: 1) 0,5—3 мМ — «развернутая» форма — разрушенные контакты димера с тетрамером, повышенная подвижность тирозиновых остатков; 2) 3— 20 мМ — «компактная» форма — наиболее стабильные контакты диме- ров с тетрамером, малая подвижность тирозиновых остатков; 3) 20— 600 мМ — частичная декомпактизация нуклеосомы, высвобождение небольшой доли тирозиновых остатков. На рис. 3 приведена также зависимость параметра В для рекон- струированных полинуклеосом в присутствии гистона H l из работы [45]. Влияние гистона H l проявляется в двух областях ионной силы. Во-первых, присутствие гистона H l в комплексе предотвращает струк- турный переход в области 0,5—3 мМ. Следовательно, гистон H l стаби- лизирует структуру нуклеосомы при низкой ионной силе, что согласуется с данными работ [4, 56]. Во-вторых, в области 100—400 мМ,, где ком- пактизующее действие гистона H l на Д Н К и хроматин максимальна [4, 42], наблюдается существенное снижение параметра В комплексов октамер — Д Н К — H l до значений, примерно соответствующих смеси невзаимодействующих димеров Н2А—Н2В и тетрамера (НЗ—Н4) 2 . Данные по тушению флюоресценции полинуклеосом йодидом в 0,15 M NaCl [45] указывают на увеличение доли доступности тирозиновых остатков в случае присутствия гистона H l в комплексе. Таким образом, гистон H l , компактизуя нуклеосомную нить при физиологической ион- ной силе, по-видимому, обеспечивает возможность эффективных меж- нуклеосомных взаимодействий. Эти взаимодействия, в свою очередь, приводят к существенной структурной перестройке октамера гистонов, которая по флюоресцентным параметрам эквивалентна распаду октамера на димеры и тетрамер. В пользу такой интерпретации свидетельствует тот факт, что аналогичные изменения в октамере гистонов зарегистри- 95 ISSN 0233-7657. БИОПОЛИМЕРЫ И К Л ETJO 1992. Т. 8. Nfc рованы нами при индуцировании межнуклеосомных взаимодействии не гистоном H l , а другими способами — при воздействии двухвалентных катионов [45] или увеличении концентрации полинуклеосом без гисто- на Hl при физиологической ионной силе [44]. Одно из объяснений структурного изменения октамера в условиях компактизации полинуклеосомной нити состоит в следующем. Межнуклеосомные взаимодействия индуцируют разрыв специфических контактов димера Н2А—Н2В с тетрамером (НЗ—Н4) 2 с участием тирозиновых остатков. При этом может и не происходить существенного Рис. 4. Теоретическая зависимость вероятности Ψ компактного состояния концевых участков нуклеосомной Д Н К от ионной силы (сплошная линия). Приведены экспери- ментальные данные, полученные методами электрического дихроизма [52] ( + ) , флюо- ресцентной спектроскопии [44] (О) и нейтронного рассеяния [53] ( # ) Рис. 5. Зависимости от ионной силы доли /-связанных с Д Н К гистоновых комплексов: димера Н2А—Н2В в отсутствие (1) и в присутствии тетрамера (НЗ—Н4)2 (2), тетра- мера (НЗ—Н4)2 (5) нарушения целостности нуклеосомы. Так, при упаковке нуклеосомных кор-частиц в кристалл взаимодействия между ними вызывают сдвиг одного из димеров по отношению к позиции, симметричной второму димеру [3]. Подобный сдвиг может, в принципе, обусловливать наблю- даемые изменения параметров тирозиновой флюоресценции. Как бы то ни было, полученные в работах [44, 45] результаты позволяют утверждать, что структура октамера гистонов в условиях компактизации хроматина должна существенно отличаться от таковой в растворе 2 M NaCl. С т р у к т у р н ы й п е р е х о д в н у к л е о с о м е в о б л а с т и н и з к о й и о н н о й с и л ы . Выше приведены экспериментальные дан- ные о структурном переходе в нуклеосомах при снижении ионной силы раствора до 1 мМ и ниже. В результате низкосолевого перехода происходит разворачивание концевых (по 20—25 п. о.) участков нуклео- сомной Д Н К (по данным нейтронного рассеяния [53]) с одновременным разрушением контактов между димером Н2А—Н2В и тетрамером (НЗ— Н4) 2 (по результатам флюоресцентной спектроскопии [44] и белок- белковых сшивок [54] ) . В работе [57] проанализирована зависимость различных вкладов в свободную энергию концевых участков нуклеосом- ной Д Н К от ионной силы. Учитывали энергии изгиба Д Н К в нуклеосо- ме, электростатического расталкивания между концевым участком и центральным супервитком нуклеосомной Д Н К , взаимодействий между димером и тетрамером, а также электростатических взаимодействий гистонов с Д Н К . Н а основе этого анализа построена кривая теоретиче- ской зависимости вероятности компактного состояния концевых участ- ков от ионной силы, представленная на рис. 4, в сравнении с экспери- ментальными данными. Видно, что теоретическая модель хорошо со- гласуется с экспериментом. Она позволяет следующим образом описать механизм структурного изменения в нуклеосоме при низкой ионной силе. При концентрации соли выше 2 мМ. компактное состояние конце- вых участков нуклеосомной Д Н К поддерживается за счет взаимодей- ствий димера Н2А—Н2В с тетрамером (НЗ—Н4) 2 (димер при этом связан с концевым участком, а тетрамер — с центральным супервитком 96 ISSN С233-7Є57. БИОПОЛИМЕРЫ Pi КЛЕТКА. 1992. Т. 8. № 1 нуклеосомной Д Н К ) , а т акже за счет дополнительных взаимодействий концевых участков Д Н К с тетрамером. Снижение ионной силы приводит к значительному увеличению дестабилизирующих вкладов в свободную энергию — возрастает жесткость Д Н К и особенно электростатическое расталкивание между соседними супервитками нуклеосомной Д Н К . Это приводит к декомпактизации концевых участков нуклеосомной Д Н К , которая, срабатывая наподобие раскручивающейся пружины, разрушает целостность октамера гистонов. Как следует из модели, дополнительная нейтрализация фосфатных остатков Д Н К за счет положительно заря- женных остатков гистона H l должна приводить к стабилизации струк- туры, что и наблюдается в эксперименте [45] (см. рис. 3) . На основе теоретического анализа и данных флюоресцентной спектроскопии можно сделать также ряд других важных выводов о механизмах стабилизации нуклеосомы [57]. Д и с с о ц и а ц и я н у к л е о с о м ы п р и в ы с о к о й и о н н о й с и л е . Как показано хроматографическими методами [55], диссоциация нуклеосомы начинается в 0,7 M NaCl. При этом первоначально в об- ласти 0,7—1,2 M NaCl диссоциирует димер гистонов Н2А—Н2В, а затем в области 1,2—2,0 M NaCl — тетрамер (НЗ—Н4) 2 . Отметим, что речь идет о диссоциации глобулярных областей гистонов, так как взаимодей- ствие с Д Н К их неупорядоченных концевых участков нарушается в области 0,6 M NaCl [58, 59]. Тщательное определение термодинамиче- ских параметров диссоциации было затруднено из-за отсутствия адекватных методов исследования этого процесса в растворе. Так, изме- рение интенсивности собственной флюоресценции нуклеосомы [60] не позволяет раздельно регистрировать диссоциацию димера и тетра- мера. Это оказывается возможным при одновременном измерении интенсивности флюоресценции и параметра В: как видно из рис. 2 и 3, изменение параметра В заканчивается при 1,2 M NaCl, когда интен- сивность флюоресценции достигает примерно половины своего макси- мального значения. Ясно, что параметр В регистрирует только диссоциацию димера из нуклеосомы, тогда как интенсивность флюо- ресценции возрастает при диссоциации обоих гистоновых комплексов. Анализ изменения этих параметров, проведенный в работе [61], позволил получить количественные характеристики процесса диссоциации. На рис. 5 приведены кривые диссоциации димера Н2А—Н2В и тетрамера (НЗ—Н4) 2 из нуклеосомы, а также кривая диссоциации ди- мера из Д Н К в отсутствие тетрамера. На основе этих кривых можно рассчитать константы связывания гистоновых комплексов с Д Н К , ло- гарифмические зависимости которых от ионной силы представляют собой прямые линии [61]. По параметрам этих прямых определены Т а б л и ц а 2 Термодинамические параметры связывания гистоновых комплексов с JXHhС Комплекс 01' ккал/моль J η Димер Н2А — Н2В — 1,9 7 Димср Н2А — Н2В в при- сутствии тетрамера (НЗ — Н4)2 —8,1 12 Тетрамер (НЗ — Н4) 2 — 12,6 8 количества ионных контактов η гистонов с Д Н К , стабилизирующих комплексы, и свободные энергии взаимодействия в 1 M NaCl G1. Ре- зультаты представлены в табл. 2. Как видно из рис. 5 и табл. 2, дис- социация димера Н2А—Н2В из Д Н К происходит при заметно меньших концентрациях соли, чем его диссоциация из нуклеосомы; при высокой ионной силе энергия взаимодействия димера с тетрамером значительно ISSN 0233-7657. БИОПОЛИМЕРЫ И КЛЕТКА. 1992. Т. 8. № 1 7 - 1 - 7 4 4 97 превышает энергию взаимодействия димера с Д Н К , что и определяет специфичность связывания димера в нуклеосоме. Число ионных контактов нуклеосомной Д Н К с глобулярными областями октамера гистонов оценивается (см. табл. 2) как 32. Это значение близко к числу положительно заряженных остатков октамера, экспонированных в рас- творитель [62]. То есть все экспонированные катионные остатки окта- мера взаимодействуют с нуклеосомной Д Н К . Ограниченное число катионных остатков, вероятно, образует на поверхности октамера своеобразный «трек», строго определяющий взаимное пространственное расположение белковой сердцевины и Д Н К нуклеосомы. Это объяс- няет высокую степень консервативности аминокислотных последователь- ностей гистонов в участках, ответственных за формирование глобуляр- ного домена октамера. Представленные результаты демонстрируют, как нам кажется, богатые возможности методов флюоресцентной спектроскопии приме- нительно к изучению белково-нуклеиновых комплексов. Использование как собственной белковой флюоресценции, так и флюоресценции зондов и меток позволяет получать уникальную информацию о структуре и динамике этих межмолекулярных комплексов, зачастую недоступную другим методам. Так, исследование положения максимума спектра тиро- зиновой флюоресценции гистонов [44, 45, 57, 61] дало возможность впервые провести систематическое изучение зависимых от ионной силы изменений нуклеосомы и механизмов ее формирования, не оказывая воздействия на эту структуру в ходе эксперимента, обнаружить ранее неизвестную конформационную форму нуклеосомы в условиях меж- нуклеосомных взаимодействий. Дальнейшее применение флюоресцент- ной спектроскопии позволит выяснить, мы надеемся, другие важные особенности механизмов белково-нуклеиновых взаимодействий в хроматине. Р е з ю м е . Короткий огляд, присвячений вивченню молекулярної організації хромати- ну флюоресцентними методами. Викладено результати досліджень хроматину та нук- леосоми за допомогою специфічних для Д Н К та білків флюоресцентних зондів і міток, а також дані власної білкової флюоресценції, головним чином одержані авторами огляду. Продемонстровано і обговорено можливості різних підходів флюоресцентно!' спектроскопії при вивченні білково-нуклеїнової взаємодії, що дозволяють одержувати унікальну інформацію щодо структури та динаміки нуклеопротеїдних комплексів. S u m m а г у. The brief review dealt with the investigations of chromatin molecular or- ganization by the fluorescent methods. The results of chromatin and nucleosome studies, which have been obtained by using of proteins and DNA labelling by fluorescent dyes, as well as the data of intrinsic protein fluorescence obtained mainly by the authors, are described. The advantages of the different fluorescent approaches, which allow to obtain a unique information about protein-nucleic acids complexes structure and dynamics, are demonstrated and discussed. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 1. McGhee J. DFelsenfeld G. Nucleosome s t r u c t u r e / / A n n . Rev. Biochem.— 1980.— 49.—P. 1115—1156. 2. Mirzabekov A. D. Nucleosome structure and its dynamic transitions / / Quart. Rev. Biophys.— 1980.— 13, N 2 .—P. 255—295. 3. Structure of the nucleosome core particle at 7 A resolution / T . J. Richmond, J. T. Finch, D. Rhodes, A. K l u g / / Nature.— 1984.— 311, N 5986.—P. 532—537. 4. Thoma F., Koller Th. Unravelled nucleosomes, nucleosome beads and higher order structure of chromatin: influence of non-histone proteins and histone H l / / J . Мої. Biol.— 1981.— 149, N 4 .—P. 709—733. 5. Карнаухов В. Η. Люминесцентный спектральный анализ клетки.— М . : Наука, 1978.— 207 с. 6. LePecq J.-B., Paoletti С. Fluorescent complex between ethidium bromide and nucleic a c i d s / / J . Мої. Biol.— 1967.—27, N 1.—P. 87—106. 7. $chmitz K. S. A model for the association of intercalating ligands with mononucleo- somes and c h r o m a t i n / / J . Theor. Biol.— 1982 — 98, N 1.—P. 29—43. 98 ISSN 0233-7657. БИОПОЛИМЕРЫ И К Л ETJO 1992. Т. 8. Nfc 8 Wang L, Hogan M., Austin R. Η. DNA motions in the nucleosome p a r t i c l e / / P r o c , Nat. Acad. Sci. USA.— 1$82.—79, N 19.—P. 5896—5900. 9. Internal motion of deoxyribonucleic acid in chromatin. Nanosecond fluorescence stu- dies of intercalated ethidium / I. Ashikawa, K. Kinosita, A. Ikegami et al. / / Bioche- mistry.— 1983.—22, N 25,—P. 6018—6026. 10. Сиволоб A. BХрапунов С. Η. Влияние сверхспирализации ДНК на структуру нуклеосом //Молекуляр. биология.— 1991.— 25, № 1.— С. 144—152. 11. Millar D. P., Robbins R. JZewail А. Н. Torsion and bending of nucleic acids stu- died by subnanosecond time-resolved fluorescence depolarization of intercalated dyes / / J . Chem. P h y s . - 1982.—76, N 4 .—P. 2080—2094. 12. Shimada J., Yamakawa H. Statistical mechanics of DNA t o p o i s o m e r s / / J . Мої. Biol — 1985,— 184, N 2 — P . 319—329. 13. Levene S. D., Crothers D. M. Topological distributions and the torsional regidity of DNA. A Moule Carlo study of DNA circles/ / Ibid.—1986. — 189, N 1.—P. i , l - - 72. 14. Hancock R. Topological organization of interphase DNAinuc l ea r matrix and other skeletal s t r u c t u r e s / / B i o l . Cell.— 1982.—46, N 2 .—P. 105—122. 15. Cook P. R. The nucleoskeleton and the topology of t r a n s c r i p t i o n / / E u r . J. Biochem — 1989,— 185, N 2,—P. 487—501. 16. Bancr W. R. Structure and reactions of closed duplex D N A / / A n n . Rev. Biophys. and Bioeng.— 1978.—7.—P. 287—313. 17. Шурдов Μ. Α., Свинарчук Φ. П., Груздев А. Д. Торсионные напряжения в ДНК политенных хромосом Ц Молекуляр. биология.— 1989.— 23, № 1.— С. 204—214. 18. Watanabe F. Cooperative interaction of histone Hl with D N A / / N u c l . Acids Res.— 1 9 8 6 . - 14, N 8 .—P. 3573—3585. 19. Сиволоб А. В., Храпунов С. Η. Теоретическое рассмотрение механизмов компакти- задии ДНК поликатионами//Биофизика.— 1989.— 34, № 1.— С. 28—33. 20. Studies on the role and mode of operation of the very-lysine-rich histone Hl in· eukaryote chromatin. The three structural regions of the histone Hl molecu le / P. G. Hartman, G. E. Chapman, T. Moss, Ε. M. B r a d b u r y / / E u r . J. Biochem.— 1977.— 77, N 1.—P. 45—51. 21. Studies on the role and mode of operation of the very-lysine-rich histone H l (F l ) in eukaryote chromatin. The properties of the N-terminal and C-terminal halves of histone H l / E . M. Bradbury, G. E. Chapman, S. E. Danby et al. / / Ibid.— 1975.— 57, N 2 .—P. 521—528. 22. Bode J. On the reaction of f luorescamine with chromosomal p r o t e i n s / / A n a l . Bio- chem.— 1979.— 99, N 2.— P. 274—280. 23. Dieterich A. E., Axel R., Cantor C. R. Salt-induced structural changes of nucleosome core p a r t i c l e / / J . Мої. Biol.— 1979.—129, N 4 .—P. 587—602. 24. Daban J.-R., Cantor C. R. Structural and kinetic study of the self-assembly of nucleo- some core p a r t i c l e / / Ibid.— 1982.— 156, N 4 .—P. 749—769. 25. Daban J.-R., Cantor C. R. Role of histone pairs H2a, H2b and НЗ, H4 in the self- assembly of nucleosome core p a r t i c l e / / Ibid.— P. 771—789. 26. Isenberg / . H i s t o n e s / / A n n . Rev. Biochem.— 1979.—48.—P. 159—191. 27. Dragan A. I., Khrapunou S. N. The red shift of tyrosine fluorescence spectrum in polyethylenglyeol and urea so lu t ions / /S tud , biophys.— 1983. — 96, N 2. — P. 127—132. 28. Structure of histone tetramer (H3—H4)2 / S . N. Khrapunov, A. I. Dragan, A. F. Pro- tas, G. D. B e r d y s h e v / / I n t . J. Biol. Macromol.— 1984.—6, N 1.—P. 26—34. 29. Пространственная организация димера гистонов Н2А-Н2В в растворах с различной ионной силой / С. Н. Храпунов, А. И. Драган, А. Ф. Протас, Г. Д. Бердышев / / Молекуляр. биология.— 1983.—17, № 5.—С. 992—999. 30. The structure of the histone dimer H2A-H2B studied by spectroscopy / S. N. Khrapu- nov, A. I. Dragan, A. F. Protas, G. D. Berdyshev / /B ioch im. et biophys. acta.— 1 9 8 4 . - 7 8 7 , N 1.—P. 97—104. 31. Пространственная организация октамера гистонов (НЗ-Н4-Н2А-Н2В)2 / С. Н. Хра- пунов, А. И. Драган, А. Ф. Протас, Г. Д. Бердышев//Молекуляр. биология.— 1985.— 19, No 4.— С. 1011—1019. 32. Драган А. ИХрапунов С. Н. Абсорбционные и люминесцентные исследования меж- молекулярных взаимодействий тирозинового хромофора. I. Анализ спектров погло- щения и флюоресценции//Биофизика.— 1989.— 34, Ab 1.—С. 7—13. 33. Драган А. И., Храпунов С. Н. Абсорбционные и люминесцентные исследования меж- молекулярных взаимодействий тирозинового хромофора. И. Влияние полярности растворителя на спектры флюоресценции хромофора / / Т а м же.— № 2.— С. 187—194. 34. Храпунов С. H., Драган А. Я. Спектроскопия межмолекулярных взаимодействий тирозинового хромофора. III. Классификация состояний остатков тирозина в бел- ках по их электронным спектрам / / Там же.— № 3.— С. 357—363. 35. Intrinsic fluorescence, difference spectrophotometry and theoretical studies on ter t iary structure of calf histone Hl / S. N. Khrapunov, A. F. Protas, Α. V. Sivolob et a l . / / Int. J. Biochem.— 1985.— 17, N 2.—P. 217—222. 36. Thomas G. J., Prescott B., Olins D. E. Secondary structure of histones and DNA in chromat in / /Science .— 1977.— 197, N 4301.— P. 385—388. 37. Eickbush T. H., Moudrianakis E. N. The histone core complex: an octamer assembled by two sets of protein-protein in teract ions/ /Biochemist ry .— 1979.— 17, N 23 — P. 4955—4964. ISSN 0233-7057. БИОПОЛИМЕРЫ И КЛЕТКА. 1992. Т. 8. № 1 99 38. Helene C., Dimicoli J.-L. Interaction of oligopeptides containing aromatic amino acids with nucleic acids. Fluorescence and proton magnetic resonance s t u d i e s / / F E B S Lett.— 1972.—26, N 1.—P. 6—10. 39. The role of tyrosine in the association of proteins and nucleic acids / R. Mayer, F. Toulme, T. Montenay-Garestier, C. Helene. / /J . Biol. Chem.-1979 .—254, N 1.— P. 75—82. 40. Helene C., Lancelot G. Interaction between functional groups in protein-nucleic acid association / / P r o g r . Biophys. and Мої. Biol.— 1982.— 19, N 1.—P. 1—68. 41. Protein dissociation f rom DNA in model systems and c h r o m a t i n / M . L. Shiffman, R. A. Maciewicz, A. W. Hu et al. // Nucl. Acids Res.— 1978,— 5, N 9,— P. 3409— 3426. 42. Khrapunov S. N., Sivolob Α. V., Kucherenko N. E. Fluorescence study of the interac- tion of calf thymus histone Hl with D N A / / I n t . J. Biol. Macromol.— 1984.—6, N 4.— P. 199—202. 43. Храпунов С. H., Сиволоб А. В., Кучеренко Η. Ε. Особенности взаимодействия гисто- на Hl с Д Н К / / Биополимеры и клетка.— 1986.—2, № 1.—С. 39—45. 44. Структура октамера гистонов в составе реконструированных полинуклеосом / C. Н. Храпунов, А. В. Сиволоб, А. И. Драган, Г. Д . Бердышев / /Молекуляр . био- логия.— 1985.— 19, № 6.—С. 1553—1561. 45. Сиволоб А. В., Храпунов С. Н. Структура октамера гистонов в составе реконструи- рованных полинуклеосом в присутствии гистона H l и двухвалентных к а т и о н о в / / Биополимеры и клетка.— 1987.— 3, JMb 4.— С. 192—201. 46. Liberlini L. /., Small Ε. W., Effects of рН on low salt transitions of chromatin core part icles// Biochemistry.— 1982,— 21, N 14,—P. 3327—3334. 47. Libertitii L. /., Small E. W. Effects of pH on the stability of chromatin core partic- les / / N u c l . Acids Res.— 1984.—12, N 10.—P. 4351—4359. 48. Quadrifoglio F., Giancotti V., Crescenzi V. On the interaction of oligopeptides con- taining aromatic amino acids with DNA in aqueous so lu t i ons / /FEBS Lett.— 1970.— 65, N 3.— P. 345—347. 49. Лакович Дж. Основы флюоресцентной спектроскопии.— Μ . : Мир, 1986.— 496 с. 50. Конев С. В. Электронно-возбужденные состояния биополимеров.— Минск: Наука и техника, 1965.— 184 с. 51. Conformational changes of the chromatin s u b u n i t / V . C. Gordon, C. M. Knobler, D. E. Olins, V. N. Schumaker / / Proc. Nat. Acad. Sci. USA.— 1978.—75, N 2.— P. 660—663. 52. Structural changes of nucleosomes in low-salt concentrations / H.-M. Wu, N. Datta- gupta, M. Hogan, D. M. Crothers/ /Biochemistry.— 1979.— 18, N 18.—P. 3960— 3965. 53. Neutron scattering studies of nucleosome structure at low ionic strength / E. C. Uber- bacher, V. Ramakrishnan, D. E. Olins, G. J. B u n i c k / / I b i d . — 1983.—22, N 21 — p . 4916—4923. 54. Martinson H. G., True R. /., Burch J. В. E. Specific histone-histone contacts are rup- tured when nucleosomes unfold at low ionic strength / / Ibid.— 1979.— 18, N 5.— P. 1082—1089. 55. The interaction of core histones with DNA: equilibrium studies / D. R. Burton, M. J. Butler, J. E. Hyde et a l . / /Nuc l . Acids Res. — 1978,—5, N I U . - P . 36 ІЗ— 36S3. 56. Fulmer A. W., Fasman G. D. Ionic strength-dependent conformational transitions of chromatin. Circular dichroism and thermal denaturation studies / / Biopolymers.— 1979.— 18, N 11.—P. 2875—2891. 57. Сиволоб А. В., Драган А. И., Храпунов С. Η. Теоретическое исследование структур- ного перехода в нуклеосоме при низкой ионной силе/ , /Молекуляр. биология.— 1987.—21, № 3.— С. 714—723. 58. Cary P. D., Moss Т., Bradbury Ε. Μ. High-resolution proton-magnetic-resonance studies of chromatin core par t i c le / /Eur . J. Biochem.— 1978.— 89, N 2.— P. 475— 482. 59. Walker I. O. Differential dissociation of histone tails f rom core ch roma t in / /B ioche - mistry.— 1 9 8 4 . - 2 3 , N 23.—P. 5622—5628. 60. Oohara IWada At Spectroscopic studies on histone-DNA interactions / / J. Мої. Biol.— 1 9 8 7 . - 1 9 6 , N 2 .—P. 389—411. 61. Драган А. И., Сиволоб A. BХрапунов С. Η. Природа сил, стабилизирующих струк- туру нуклеосомы. Исследование процесса диссоциации октамера гистонов от Д Н К / / Молекуляр. биология.— 1987.—21, № 3.—С. 724—736. 62. Ishimura S., Mita К., Zama М. Essential role of arginine residues in the folding of deoxyribonucleic acid into nucleosome cores / /Biochemis t ry .— 1982.— 21, 1N 22.— P. 5329—5334. Киев. гос. ун-т им. Т. Г. Шевченко Получено 18.04.91 100 ISSN 0233-7657. БИОПОЛИМЕРЫ И К Л ETJO 1992. Т. 8. Nfc
id	nasplib_isofts_kiev_ua-123456789-154246
institution	Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine
issn	0233-7657
language	Russian
last_indexed	2025-12-07T18:09:21Z
publishDate	1992
publisher	Інститут молекулярної біології і генетики НАН України
record_format	dspace
spelling	Сиволоб, А.В. Храпунов, С.Н. 2019-06-15T11:24:16Z 2019-06-15T11:24:16Z 1992 Флюоресцентная спектроскопия в исследованиях бeлково-нуклеиновых взаимодействий в хроматине / А.В. Сиволоб, С.Н. Храпунов // Биополимеры и клетка. — 1992. — Т. 8, № 1. — С. 89-100. — Бібліогр.: 62 назв. — рос. 0233-7657 DOI: http://dx.doi.org/10.7124/bc.000315 https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/154246 577.3:576.315.42 Краткий обзор, посвященный изучению молекулярной организации хроматина флюоресцентными методами. Излагаются результаты исследований хроматина и нуклеосомы при помощи специфичных для ДНК и белков флюоресцентных зондов и меток, а также данные собственной белковой флюоресценции, главным образом полученные авторами обзора. Продемонстрированы и обсуждены возможности различных подходов флюоресцентной спектроскопии при изучении белково-нуклеиновых взаимодействий, позволяющих зачастую получать уникальную информацию о структуре и динамике нуклеопротеидных комплексов. Короткий огляд, присвячений вивченню молекулярної організації хроматину флюоресцентними методами. Викладено результати досліджень хроматину та нуклеосоми за допомогою специфічних для ДНК та білків флюоресцентних зондів і міток, а також дані власної білкової флюоресценції, головним чином одержані авторами огляду. Продемонстровано і обговорено можливості різних підходів флюоресцентної спектроскопії при вивченні білково-нуклеїнової взаємодії, що дозволяють одержувати унікальну інформацію щодо структури та динаміки нуклеопротеїдних комплексів. The brief review dealt with the investigations of chromatin molecular organization by the fluorescent methods. The results of chromatin and nucleosome studies, which have been obtained by using of proteins and DNA labelling by fluorescent dyes, as well as the data of intrinsic protein fluorescence obtained mainly by the authors, are described. The advantages of the different fluorescent approaches, which allow to obtain a unique information about protein-nucleic acids complexes structure and dynamics, are demonstrated and discussed. ru Інститут молекулярної біології і генетики НАН України Биополимеры и клетка Структура и функции биополимеров Флюоресцентная спектроскопия в исследованиях бeлково-нуклеиновых взаимодействий в хроматине Флуоресцентна спектроскопія у дослідженні білково-нуклеїнових взаємодій у хроматині Fluorescence spectroscopy in the investigations of protein-nucleic acids interactions in chromatin Article published earlier
spellingShingle	Флюоресцентная спектроскопия в исследованиях бeлково-нуклеиновых взаимодействий в хроматине Сиволоб, А.В. Храпунов, С.Н. Структура и функции биополимеров
title	Флюоресцентная спектроскопия в исследованиях бeлково-нуклеиновых взаимодействий в хроматине
title_alt	Флуоресцентна спектроскопія у дослідженні білково-нуклеїнових взаємодій у хроматині Fluorescence spectroscopy in the investigations of protein-nucleic acids interactions in chromatin
title_full	Флюоресцентная спектроскопия в исследованиях бeлково-нуклеиновых взаимодействий в хроматине
title_fullStr	Флюоресцентная спектроскопия в исследованиях бeлково-нуклеиновых взаимодействий в хроматине
title_full_unstemmed	Флюоресцентная спектроскопия в исследованиях бeлково-нуклеиновых взаимодействий в хроматине
title_short	Флюоресцентная спектроскопия в исследованиях бeлково-нуклеиновых взаимодействий в хроматине
title_sort	флюоресцентная спектроскопия в исследованиях бeлково-нуклеиновых взаимодействий в хроматине
topic	Структура и функции биополимеров
topic_facet	Структура и функции биополимеров
url	https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/154246
work_keys_str_mv	AT sivolobav flûorescentnaâspektroskopiâvissledovaniâhbelkovonukleinovyhvzaimodeistviivhromatine AT hrapunovsn flûorescentnaâspektroskopiâvissledovaniâhbelkovonukleinovyhvzaimodeistviivhromatine AT sivolobav fluorescentnaspektroskopíâudoslídženníbílkovonukleínovihvzaêmodíiuhromatiní AT hrapunovsn fluorescentnaspektroskopíâudoslídženníbílkovonukleínovihvzaêmodíiuhromatiní AT sivolobav fluorescencespectroscopyintheinvestigationsofproteinnucleicacidsinteractionsinchromatin AT hrapunovsn fluorescencespectroscopyintheinvestigationsofproteinnucleicacidsinteractionsinchromatin

Флюоресцентная спектроскопия в исследованиях бeлково-нуклеиновых взаимодействий в хроматине

Institution

Similar Items