Некоторые аспекты биотехнологии эфиромасличных растений: микроклональное размножение, синтез продуктов вторичного метаболизма in vitro
Представлен обзор биотехнологических исследований по разработке методов микроклонального размножения in vitro и получения веществ вторичного метаболизма в изолированных культурах основных и перспективных для выращивания в Украине видов эфиромасличных растений (лаванды, шалфея, розы, кориандра, мяты,...
Збережено в:
| Опубліковано в: : | Физиология растений и генетика |
|---|---|
| Дата: | 2014 |
| Автор: | |
| Формат: | Стаття |
| Мова: | Russian |
| Опубліковано: |
Iнститут фізіології рослин і генетики НАН України
2014
|
| Онлайн доступ: | https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/159426 |
| Теги: |
Додати тег
Немає тегів, Будьте першим, хто поставить тег для цього запису!
|
| Назва журналу: | Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine |
| Цитувати: | Некоторые аспекты биотехнологии эфиромасличных растений: микроклональное размножение, синтез продуктов вторичного метаболизма in vitro / Н.А. Егорова // Физиология растений и генетика. — 2014. — Т. 46, № 3. — С. 187-201. — Бібліогр.: 118 назв. — рос. |
Репозитарії
Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine| id |
nasplib_isofts_kiev_ua-123456789-159426 |
|---|---|
| record_format |
dspace |
| spelling |
Егорова, Н.А. 2019-10-03T15:48:23Z 2019-10-03T15:48:23Z 2014 Некоторые аспекты биотехнологии эфиромасличных растений: микроклональное размножение, синтез продуктов вторичного метаболизма in vitro / Н.А. Егорова // Физиология растений и генетика. — 2014. — Т. 46, № 3. — С. 187-201. — Бібліогр.: 118 назв. — рос. 2308-7099 https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/159426 633.81:57.085.2 Представлен обзор биотехнологических исследований по разработке методов микроклонального размножения in vitro и получения веществ вторичного метаболизма в изолированных культурах основных и перспективных для выращивания в Украине видов эфиромасличных растений (лаванды, шалфея, розы, кориандра, мяты, герани и др.). Проанализировано влияние некоторых факторов на эффективность размножения, а также получение in vitro эфирного масла и других биологически активных веществ. Наведено огляд біотехнологічних досліджень із розробки методів мікроклонального розмноження in vitro й отримання речовин вторинного метаболізму в ізольованих культурах основних і перспективних для вирощування в Україні видів ефіроолійних рослин (лаванди, шавлії, троянди, коріандру, м’яти, герані та ін.). Проаналізовано вплив деяких чинників на ефективність розмноження, а також отримання in vitro ефірної олії та інших біологічно активних речовин. Biotechnological researches on developing methods of microclonal propagation in vitro and obtaining substances of secondary metabolism in isolated cultures of the main and perspective for growing in Ukraine species of essential oil plants (lavender, sage, rose, coriander, mint, geranium and others) are reviewed. Influence of some factors on the propagation efficiency and obtaining in vitro essential oil and other biologically active substances have been analyzed. ru Iнститут фізіології рослин і генетики НАН України Физиология растений и генетика Некоторые аспекты биотехнологии эфиромасличных растений: микроклональное размножение, синтез продуктов вторичного метаболизма in vitro Деякі аспекти біотехнології ефіроолійних рослин: мікроклональне розмноження, синтез продуктів вторинного метаболізму in vitro Some aspects of essential oil plants biotechnology: microclonal propagation, synthesis of secondary metabolites in vitro Article published earlier |
| institution |
Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine |
| collection |
DSpace DC |
| title |
Некоторые аспекты биотехнологии эфиромасличных растений: микроклональное размножение, синтез продуктов вторичного метаболизма in vitro |
| spellingShingle |
Некоторые аспекты биотехнологии эфиромасличных растений: микроклональное размножение, синтез продуктов вторичного метаболизма in vitro Егорова, Н.А. |
| title_short |
Некоторые аспекты биотехнологии эфиромасличных растений: микроклональное размножение, синтез продуктов вторичного метаболизма in vitro |
| title_full |
Некоторые аспекты биотехнологии эфиромасличных растений: микроклональное размножение, синтез продуктов вторичного метаболизма in vitro |
| title_fullStr |
Некоторые аспекты биотехнологии эфиромасличных растений: микроклональное размножение, синтез продуктов вторичного метаболизма in vitro |
| title_full_unstemmed |
Некоторые аспекты биотехнологии эфиромасличных растений: микроклональное размножение, синтез продуктов вторичного метаболизма in vitro |
| title_sort |
некоторые аспекты биотехнологии эфиромасличных растений: микроклональное размножение, синтез продуктов вторичного метаболизма in vitro |
| author |
Егорова, Н.А. |
| author_facet |
Егорова, Н.А. |
| publishDate |
2014 |
| language |
Russian |
| container_title |
Физиология растений и генетика |
| publisher |
Iнститут фізіології рослин і генетики НАН України |
| format |
Article |
| title_alt |
Деякі аспекти біотехнології ефіроолійних рослин: мікроклональне розмноження, синтез продуктів вторинного метаболізму in vitro Some aspects of essential oil plants biotechnology: microclonal propagation, synthesis of secondary metabolites in vitro |
| description |
Представлен обзор биотехнологических исследований по разработке методов микроклонального размножения in vitro и получения веществ вторичного метаболизма в изолированных культурах основных и перспективных для выращивания в Украине видов эфиромасличных растений (лаванды, шалфея, розы, кориандра, мяты, герани и др.). Проанализировано влияние некоторых факторов на эффективность размножения, а также получение in vitro эфирного масла и других биологически активных веществ.
Наведено огляд біотехнологічних досліджень із розробки методів мікроклонального розмноження in vitro й отримання речовин вторинного метаболізму в ізольованих культурах основних і перспективних для вирощування в Україні видів ефіроолійних рослин (лаванди, шавлії, троянди, коріандру, м’яти, герані та ін.). Проаналізовано вплив деяких чинників на ефективність розмноження, а також отримання in vitro ефірної олії та інших біологічно активних речовин.
Biotechnological researches on developing methods of microclonal propagation in vitro and obtaining substances of secondary metabolism in isolated cultures of the main and perspective for growing in Ukraine species of essential oil plants (lavender, sage, rose, coriander, mint, geranium and others) are reviewed. Influence of some factors on the propagation efficiency and obtaining in vitro essential oil and other biologically active substances have been analyzed.
|
| issn |
2308-7099 |
| url |
https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/159426 |
| citation_txt |
Некоторые аспекты биотехнологии эфиромасличных растений: микроклональное размножение, синтез продуктов вторичного метаболизма in vitro / Н.А. Егорова // Физиология растений и генетика. — 2014. — Т. 46, № 3. — С. 187-201. — Бібліогр.: 118 назв. — рос. |
| work_keys_str_mv |
AT egorovana nekotoryeaspektybiotehnologiiéfiromasličnyhrasteniimikroklonalʹnoerazmnoženiesintezproduktovvtoričnogometabolizmainvitro AT egorovana deâkíaspektibíotehnologííefíroolíinihroslinmíkroklonalʹnerozmnožennâsintezproduktívvtorinnogometabolízmuinvitro AT egorovana someaspectsofessentialoilplantsbiotechnologymicroclonalpropagationsynthesisofsecondarymetabolitesinvitro |
| first_indexed |
2025-11-25T07:22:26Z |
| last_indexed |
2025-11-25T07:22:26Z |
| _version_ |
1850510242136195072 |
| fulltext |
УДК 633.81:57.085.2
НЕКОТОРЫЕ АСПЕКТЫ БИОТЕХНОЛОГИИ ЭФИРОМАСЛИЧНЫХ
РАСТЕНИЙ: МИКРОКЛОНАЛЬНОЕ РАЗМНОЖЕНИЕ, СИНТЕЗ
ПРОДУКТОВ ВТОРИЧНОГО МЕТАБОЛИЗМА IN VITRO
Н.А. ЕГОРОВА
Институт сельского хозяйства Крыма Национальной академии аграрных наук
Украины
95034 Симферополь, ул. Киевская, 150
e-mail: yegorova.na@mail.ru
Представлен обзор биотехнологических исследований по разработке методов
микроклонального размножения in vitro и получения веществ вторичного мета-
болизма в изолированных культурах основных и перспективных для выращива-
ния в Украине видов эфиромасличных растений (лаванды, шалфея, розы, кори-
андра, мяты, герани и др.). Проанализировано влияние некоторых факторов на
эффективность размножения, а также получение in vitro эфирного масла и дру-
гих биологически активных веществ.
Ключевые слова: эфиромасличные растения, микроклональное размножение, вто-
ричные метаболиты in vitro.
Современное растениеводство невозможно представить без использова-
ния различных биотехнологических приемов. Некоторые биотехнологии
позволяют создать генетически разнообразный исходный селекционный
материал, в частности — это получение сомаклональных вариаций, кле-
точная селекция, соматическая гибридизация, трансгенез. Ряд методов
способствует ускорению и облегчению традиционной селекции и семе-
новодства: микроклональное размножение, культура зародышей, экспе-
риментальная гаплоидия и др. Одним из перспективных направлений
биотехнологии является получение вторичных метаболитов в культуре
клеток и тканей растений. Такая клеточная технология имеет ряд пре-
имуществ по сравнению с традиционным производством веществ из рас-
тительного сырья, важнейшими из которых являются круглогодичное
получение целевых продуктов, независимость от климата и сезона, авто-
матизация и стандартизация процессов. Многие из перечисленных ме-
тодов активно разрабатываются не только для основных сельскохозяйст-
венных культур, но и для эфиромасличных растений. В данном обзоре
проанализированы литературные и собственные данные, касающиеся
двух важнейших в практическом отношении биотехнологий (микрокло-
нального размноженния, получения продуктов вторичного метаболизма
in vitro), применительно к основным и перспективным для выращива-
ния в Украине видам эфиромасличных растений — лаванде, шалфею,
розе, кориандру, мяте, герани и др.
Микроклональное размножение in vitro. Наибольшее число публика-
ций, касающихся биотехнологии эфиромасличных растений, посвящено
ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ И ГЕНЕТИКА. 2014. Т. 46. № 3
187
© Н.А. ЕГОРОВА, 2014
разработке методик микроклонального размножения для ускоренного
размножения или сохранения ценных генотипов (в том числе и редких
дикорастущих видов), а также для получения оздоровленного посадоч-
ного материала. В качестве эксплантатов авторы чаще всего использова-
ли меристемы из пазушных и апикальных почек или сегменты побегов
с узлом — у эфиромасличных видов розы [68, 73, 89], лаванды [13, 23,
62, 118], герани [19, 103, 111], мяты [2, 42, 84], шалфея [55, 60, 85, 100],
фенхеля [44], базилика [21], полыни [7, 17, 56], кориандра [70], тысяче-
листника [115], мелиссы [82]. В ряде исследований для размножения
применяли индукцию адвентивного побегообразования из сегментов ли-
стьев, побегов или других органов, например, у Nepeta cataria, Hyssopus
officinalis [14], Pimpinella anisum [96], видов Mentha [2, 93], Lavandula [62,
116], Salvia [78, 106], Pelargonium [63]. У некоторых эфиромасличных рас-
тений, в частности кориандра [39, 107, 108], фенхеля [33], аниса [31], ла-
ванды [94], для этих целей предлагалось также использовать индукцию
соматических зародышей или полученные на их основе искусственные
семена. Выбор метода размножения и типа эксплантата для каждого ви-
да в значительной степени обусловлен морфогенетическими особеннос-
тями культивируемых тканей и органов, стабильностью полученных при
размножении растений. Большинство этих работ в основном направле-
но на оптимизацию составов питательных сред для различных этапов
размножения in vitro.
Разработаны методики микроклонального размножения с исполь-
зованием культуры почек или сегментов стебля с узлом для некоторых
видов лаванды — Lavandula officinalis, L. dentate, L. latifolia, L. angustifolia,
L. viridis, L. vera, L. stoechas, L. spica, L. pedunculata [13, 23, 40, 43, 45, 62,
88, 98, 116, 118]. При этом у L. viridis и L. pedunculata показано преиму-
щество введения в среду БАП [43, 118], у L. officinalis — БАП и ИУК [40],
у L. dentate — БАП и ИМК [45], у L. angustifolia — тидиазурона [62]. Ко-
эффициенты размножения и количество адвентивных побегов варьиро-
вали в разных работах от 7 [13] до 30—45 побегов на эксплантат [40, 62],
что может быть обусловлено использованием разных генотипов, пита-
тельных сред и условий культивирования, а иногда и применяемыми ав-
торами способами анализа. Многие исследователи отмечали значитель-
ное влияние на эффективность размножения лаванды генотипа и
состава питательной среды [13, 23, 40, 43, 98, 116, 118]. Хамза и соавт.
[62] показали, что при использовании в качестве эксплантатов для раз-
множения in vitro сегментов стебля с узлом количество формирующихся
побегов и листьев на разных средах было в 1,3—2,0 раза больше по срав-
нению с верхушками побегов. В ряде работ отмечалась повышенная об-
водненность побегов, которую предлагалось снижать с помощью тради-
ционных приемов изменения концентрации регуляторов роста, солей,
агара [23, 62, 118]. Некоторые исследователи на основании анализа раз-
множенных in vitro растений лаванды по морфологии, хозяйственно-
ценным признакам, составу эфирного масла [23, 43, 118], RAPD-анали-
за [116] констатировали их идентичность исходным формам. В то же
время для L. dentate показано, что при размножении пазушными почка-
ми в течение 6 мес развивались нормальные растения, а после года по-
явилось небольшое количество растений с ненаследственными морфо-
логическими изменениями [45]. Культуру меристем лаванды
использовали и при создании оздоровленного посадочного материала.
Так, у L. angustifolia оптимизация условий культивирования меристем,
188
Н.А. ЕГОРОВА
ISSN 2308-7099. Физиология растений и генетика. 2014. Т. 46. № 3
термо- и хемотерапии позволила получить до 70—100 % растений, сво-
бодных от вируса некротической пятнистости бальзамина [13].
В работах по микроклональному размножению герани авторы на-
ряду с важной ролью состава питательной среды отмечали существенное
влияние генотипа [36, 61, 111], типа эксплантата [19], фотопериода и
температуры выращивания донорных растений, цикла размножения
[36]. На примере исследований по культуре меристем и узловых сегмен-
тов стебля у герани видно разнообразие питательных сред, рекомендуе-
мых разными авторами для микроклонального размножения. Так, у раз-
личных сортов Pelargonium graveolens для пролиферации побегов
использовали среду Нича и Нич с добавлением БАП [111], вводили в со-
став среды МС повышенные концентрации инозита (200—600 мг/л), а
также НУК, кинетин, БАП [19], добавляли НУК, аденин, БАП [61] или
ИУК, кинетин и гибберелловую кислоту [103]. При микроклональном
размножении P. zonale и P. peltatum авторы указывали на важную роль
для выживания меристем на первом этапе поливинилпирролидона и от-
сутствия цитокининов в питательной среде, а для дальнейшей диффе-
ренциации меристем — на необходимость добавления в среду зеатина и
трийодобензойной кислоты [83]. Такие различия состава питательных
сред для микроклонального размножения прежде всего объясняются ис-
пользованием в этих работах разных генотипов. В большинстве литера-
турных источников указывается на отсутствие каких-либо отличий от
исходных форм у растений, полученных в результате размножения in
vitro [19, 83, 109, 111]. Однако Касселс и Минас [36] при микроразмно-
жении 27 сортов герани в культуре меристем установили, что 4—13 %
размноженных растений имели аномальные листья и побеги, хотя через
6—12 мес выращивания в теплице 80 % из них возвращались к нормаль-
ному фенотипу.
Исследования по микроклональному размножению шалфея были
проведены для многих ценных эфиромасличных, лекарственных и энде-
мичных видов, в частности для Salvia officinalis [24, 55, 60, 100], S.
canariensis [81], S. nemorosa [106], S. africana-lutea [78], S. brachyodon [85],
S. chamelaeagnea [64], S. pratensis, S. nemorosa [97], S. blancoana, S. valenti-
na [41], S. sinaloensis, S. elegans, S. cinnabarina, S. jamensis [80]. В этих ра-
ботах для клонального размножения использовали пазушные или апи-
кальные почки [60, 106], сегменты стебля с узлом [55, 60, 100],
эксплантаты из проростков in vitro [78], хотя иногда применяли и кал-
люс [64]. В ряде публикаций указывалось на небольшое количество фор-
мирующихся из почек побегов — до 3 штук на эксплантат [59, 60, 78],
отмечалось влияние на эффективность размножения видовых и сорто-
вых особенностей, освещенности [41, 80, 81]. Испанские исследователи
установили, что у двух видов шалфея на большинстве испытанных сред
коэффициент размножения был на 9—48 % выше при использовании в
качестве эксплантатов сегментов стебля с узлом по сравнению с верхуш-
ками побегов [41]. В большинстве рассмотренных работ, к сожалению,
размноженные растения детально не анализировали, хотя авторы отме-
чали их морфологическое соответствие исходным генотипам. В то же
время Авато и соавт. [24] показали отличие размноженных in vitro рас-
тений S. officinalis от исходных по содержанию камфоры в эфирном мас-
ле и на основании гистохимических исследований сделали заключение о
реювенилизации полученных in vitro растений.
Имеются сведения о разработке методик микроклонального раз-
множения для видов и сортов мяты с использованием культуры мерис-
189
НЕКОТОРЫЕ АСПЕКТЫ БИОТЕХНОЛОГИИ ЭФИРОМАСЛИЧНЫХ РАСТЕНИЙ
ISSN 2308-7099. Физиология растений и генетика. 2014. Т. 46. № 3
тем [2, 42, 84]. Показано, что для формирования максимального коли-
чества побегов у разных генотипов необходимо введение в состав среды
МС 3,0 мг/л БАП [42], 4,5 мг/л БАП, 0,009 мг/л ИМК, 55,7 мг/л аскор-
биновой кислоты [84], 0,5 мг/л ИУК, 0,1 мг/л кинетина, 1,0 мг/л БАП
[2]. Установлена зависимость регенерации из меристем пяти сортов мя-
ты от размера и времени введения эксплантата в культуру. Лучшая спо-
собность к морфогенезу отмечена у меристем большего размера (1,3—
1,6 мм) и при их изоляции в течение марта—июня [2]. В культуре
меристем Mentha piperita получали растительный материал, свободный от
вирусов, вироидов и других патогенов, что подтверждено различными
методами, в том числе и ПЦР-анализом [84].
При оптимизации условий микроклонального размножения
Artemisia balhanorum лучшее развитие апикальных и пазушных почек на-
блюдалось при их вычленении весной и осенью по сравнению с летом и
зимой. Для этого вида полыни также показано, что субкультивирование
in vitro ограничивалось 3—4 пересадками, так как в дальнейшем нару-
шался рост побегов и появлялись аномальные растения [17]. Для A. vul-
garis при культивировании верхушек побегов в жидкой среде установле-
но, что максимальное количество адвентивных побегов (до 85,5 на
эксплантат) было в колбах на 500 мл по сравнению с колбами меньше-
го объема [56].
Катаева и Попович [70] на примере культуры меристем Coriandrum
sativum изучали феномен клонового старения при длительном пассиро-
вании in vitro. Они установили, что процесс культивирования способст-
вовал реювенилизации зрелых побегов, при этом в течение первых 9 мес
формировался ювенильный фенотип, однако через 15—17 мес количест-
во адвентивных побегов уменьшалось, наблюдались некрозы и гибель
клонов из-за их физиологического старения.
Для ряда сортов отечественной селекции и перспективных селек-
ционных образцов лаванды узколистной, фенхеля обыкновенного, шал-
фея мускатного, полыни эстрагон, тысячелистника обыкновенного и ла-
базникового, эфиромасличной герани оптимизированы приемы
микроклонального размножения с использованием эксплантатов мерис-
тем или сегментов стебля с узлом [5, 7, 8]. При размножении in vitro
применяли различные методы: микрочеренкование побегов, индукцию
адвентивного побегообразования. У тысячелистника и герани использо-
вали только дополнительные побеги, при этом коэффициент размноже-
ния не превышал 6—8 за цикл. У лаванды формировалось большое ко-
личество адвентивных побегов (10—15 на эксплантат), поэтому при
сочетании двух методов коэффициент размножения в некоторых пасса-
жах достигал 40—67. У фенхеля и шалфея развивалось не более 2—3 по-
бегов, при использовании двух методов коэффициенты размножения со-
ставляли 8—9 за цикл. Для изученных видов показано влияние на
микроклональное размножение генотипа, состава питательной среды,
сезона эксплантации. Для шалфея установлена значительная роль в про-
цессе размножения расположения эксплантата (сегмент стебля с узлом)
на проростке. В частности, частота множественного побегообразования,
количество побегов и коэффициент размножения повышались в 2—5 раз
при использовании эксплантатов из средней или нижней части побега
по сравнению с верхушкой [8]. Для некоторых видов выявлено влияние
цикла размножения на морфогенез меристемных культур. Так, у шалфея
и фенхеля наибольший коэффициент размножения отмечали в первых
190
Н.А. ЕГОРОВА
ISSN 2308-7099. Физиология растений и генетика. 2014. Т. 46. № 3
трех циклах, а затем наблюдалось его снижение. У лаванды в течение
первых трех циклов количество адвентивных побегов увеличивалось,
вследствие этого коэффициент размножения достигал максимального
значения (от 40 до 67 в зависимости от генотипа), затем наблюдалось его
постепенное снижение, а после седьмого цикла он стабилизировался на
уровне до 20—25, что было выше, чем в первом цикле. В то же время у
сортов герани Розовая, Душистая, Крунк в течение 2 лет коэффициен-
ты размножения достоверно не изменялись [5].
Судя по имеющимся литературным данным, для микроклонально-
го размножения эфиромасличных растений процесс индукции прямого
морфогенеза непосредственно из тканей эксплантатов и особенно не-
прямого из каллюсов использовался относительно редко. Это связано с
вероятностью получения генетически измененных растений, обусловли-
вающей необходимость детального контроля размноженного материала.
Тем не менее для некоторых видов разработаны эффективные протоко-
лы размножения на основе адвентивного побегообразования из разных
типов эксплантатов. Так, для пяти сортов мяты разработан метод мик-
роклонального размножения путем индукции прямого органогенеза из
листовых сегментов, при этом из одного эксплантата формировалось от
22 до 31 растения в зависимости от сорта [2]. Хассанейн и Дорион [63]
изучали прямую регенерацию побегов из листовых дисков герани и вы-
явили увеличение частоты множественного побегообразования при вы-
делении листьев из пробирочных растений по сравнению с выращивае-
мыми в теплице. Цитометрический анализ показал, что регенеранты
Pelargonium capitatum и P. graveolens были подобны исходным генотипам,
тогда как у P. hortorum выявлены тетраплоиды. При разработке способа
прямой регенерации растений Nepeta cataria и Hyssopus officinalis из лис-
товых дисков, изолированных с культивируемых in vitro микропобегов,
показана зависимость регенерационного потенциала от генотипа, гормо-
нального состава питательной среды, ориентации эксплантата на по-
верхности среды, интенсивности освещения и количества пассажей по-
бегов [14]. В частности, у иссопа максимальное количество адвентивных
побегов развивалось из листовых эксплантатов, взятых с микропобегов
после 4—5 субкультивирований, а также при помещении листовых дис-
ков адаксиальной стороной к питательной среде.
Синтез продуктов вторичного метаболизма in vitro. Эфиромасличные
растения представляют интерес прежде всего в связи с синтезом эфир-
ных масел, а также ряда других ценных биологически активных веществ.
Поэтому особое внимание многие ученые обращают на изучение био-
синтеза вторичных метаболитов in vitro — количество работ по этому на-
правлению для некоторых видов составляет треть от общего количества
публикаций по биотехнологии. И если первоначально такие исследова-
ния в основном предпринимались для выявления закономерностей био-
синтеза отдельных веществ, то в последние два десятилетия они в боль-
шей степени направлены на создание альтернативных биотехнологий
получения коммерчески ценных соединений. Этому в значительной ме-
ре способствовала разработка и использование новых биотехнологичес-
ких объектов и подходов, что позволило повысить эффективность био-
синтеза in vitro. При исследовании вторичного метаболизма у
эфиромасличных растений применяются каллюсные [3, 4, 6, 10, 16, 18,
20, 27, 28, 32, 48, 69, 112] и суспензионные культуры [26, 32, 34, 47, 49,
50, 69, 113], иммобилизованные клетки [34, 38, 87, 90], а также культу-
191
НЕКОТОРЫЕ АСПЕКТЫ БИОТЕХНОЛОГИИ ЭФИРОМАСЛИЧНЫХ РАСТЕНИЙ
ISSN 2308-7099. Физиология растений и генетика. 2014. Т. 46. № 3
ры побегов [32, 35, 71, 77, 99, 100, 110] или генетически трансформиро-
ванных бородатых корней (hairy roots) [12, 22, 65, 74, 76, 91, 100, 102].
Многие из этих объектов, особенно в крупных масштабах, иногда выра-
щиваются в биореакторах различного типа [52, 54, 71, 76, 90—92]. Для
изучения биосинтеза эфирных масел или получения их отдельных ком-
понентов у некоторых видов использовали биотрансформацию in vitro
[9, 15, 51, 57, 104].
Прежде всего необходимо остановиться на исследованиях, касаю-
щихся накопления in vitro эфирных масел, представляющих сложный
комплекс многих веществ и синтезирующихся в специализированных
эфиромасличных вместилищах, что обусловливает значительные пробле-
мы при их получении в изолированных культурах. Большинство выпол-
ненных работ свидетельствует о сохранении в культуре тканей основных
метаболических реакций, приводящих к синтезу типичных для целого
растения сесквитерпенов. В настоящее время известно несколько десят-
ков видов растений, у которых в культурах in vitro обнаружены аромати-
ческие компоненты — это виды лаванды [26, 35, 105], розы [10, 25, 28,
30], герани [3, 34, 38, 71], мяты [9, 15, 37, 93], полыни [32], фенхеля [9,
66], аниса [46, 79, 101, 102], шалфея [99, 110], тысячелистника [49, 50,
76], ириса [1], розмарина [9, 77], душицы [9, 20], петрушки [51], руты
[11, 12], ромашки [16] и др. [9, 27, 104]. При этом в отдельных исследо-
ваниях указывалось на необходимость для синтеза эфирного масла до-
статочно высокого уровня дифференциации каллюсных тканей и обра-
зования характерных для целого растения экскреторных элементов
(идиобластов, железистых волосков, эфиромасличных вместилищ) [9,
32, 34, 46, 51, 104]. В работе Кузовкиной и соавт. [11] показана тесная
зависимость между образованием эфирного масла у руты душистой и
формированием в каллюсе всех трех типов секреторных образований,
свойственных этому растению. В каллюсах Smyrnium perfoliatum обнару-
жен -пинен, который продуцировался в секреторных структурах, фор-
мирующихся в верхнем слое клеток [112]. У тысячелистника при срав-
нительном анализе ультраструктурных особенностей секреторных
трихом на растении и клеточных суспензий показано, что при синтезе
монотерпенов часть секреторных характеристик клеток in vivo проявля-
лась in vitro [50]. При исследовании разных культур Artemisia pallens (де-
дифференцированных и морфогенных каллюсов и суспензий, пролифе-
рирующих побегов) показана важная роль степени дифференциации в
процессе синтеза разных компонентов эфирного масла in vitro. Так, в су-
спензионной культуре с развивающимися почками выявлено гораздо
больше терпеноидов по сравнению с неморфогенной культурой, у кото-
рой отсутствовали многие компоненты эфирного масла [32]. Значитель-
ные различия состава эфирного масла на разных стадиях роста культи-
вируемых тканей показаны для Mentha arvensis [93]. В то же время рядом
исследователей продемонстрировано, что у мяты [15], розы [6, 10], ири-
са [1], ромашки [16] компоненты эфирного масла образовывались и в
недифференцированных каллюсных или суспензионных культурах.
Известны единичные случаи, когда изолированные клетки сохраня-
ли способность к синтезу эфирных масел, приближающихся по составу к
маслу исходного растения, обычно синтезировались лишь отдельные или
неспецифические для растения компоненты. Часто наблюдаемое ослаб-
ление биосинтетического потенциала обусловлено генетическими и эпи-
генетическими особенностями клеточных культур, а также условиями и
192
Н.А. ЕГОРОВА
ISSN 2308-7099. Физиология растений и генетика. 2014. Т. 46. № 3
длительностью их культивирования. Во многих публикациях отмечено
значительное снижение содержания эфирного масла и изменение его со-
става в условиях in vitro по сравнению с интактными растениями [9, 15,
16, 26, 28, 32, 46, 104]. Так, было показано, что каллюсные и суспензи-
онные культуры из стеблевых эксплантатов Rosa damascena практически
не накапливали монотерпены, хотя выявлены ключевые ферменты, не-
обходимые для их синтеза [25, 30]. В более позднем исследовании эти
авторы в каллюсах из пазушных почек данного вида розы выявили на-
копление компонента эфирного масла -ФЭС (до 6 % содержания в ле-
пестках растения), хотя в каллюсных и суспензионных культурах, полу-
ченных из лепестков, чашечек и стеблей, это соединение не
накапливалось [28]. При изучении каллюсных тканей R. damascena, по-
лученных из эксплантатов стеблей и лепестков, иранские ученые также
не обнаружили монотерпенов [48]. В наших исследованиях в каллюсах
из лепестков сортов розы, различающихся по масличности (Крымская
Красная, Лань, Мичуринка, Свежен, Весна), выявлено накопление ком-
понентов эфирного масла, которое зависело от штамма, пассажа и фазы
цикла выращивания [6]. Содержание экстрагируемого масла в каллюсе
было в 10—100 раз меньше, чем в цветках. У большинства изученных
штаммов идентифицированы основные компоненты, характерные для
эфирного масла целого растения: -ФЭС, гераниол, линалоол, цитро-
неллол, нерол. Кроме того, обнаружены линалилацетат (в некоторых
штаммах до 50—64 %) и другие компоненты, несвойственные розовому
маслу. Наряду с этим были выделены штаммы, у которых соотношение
компонентов было близко к таковому в масле из лепестков розы.
Значительные различия по содержанию и составу эфирного масла
из растений и культивируемых in vitro тканей и органов показаны для
полыни. Основными компонентами в экстрактах из суспензионной
культуры Artemisia pallens были линалоол и неполярные терпеноиды, тог-
да как в растительном сырье обнаружены лишь следы этих соединений
[32]. У Achillea millefolium при исследовании культур бородатых корней
[76] и суспензий клеток [49] также установлены количественные и каче-
ственные отличия эфирного масла по сравнению с интактными растени-
ями. В частности, в суспензии выявлено меньшее содержание эфирного
масла (0,001 %) и всего 13 его компонентов.
В исследованиях по герани показано наличие характерных для рас-
тения компонентов эфирного масла (линалоола, гераниола, цитронелло-
ла) — в каллюсе P. roseum [3], в суспензии и иммобилизованных клетках
P. fragrans [34, 38] и у выращиваемых в ферментере побегов P. graveolens
[71]. Однако уровень биосинтеза in vitro был ниже, состав монотерпенов
часто отличался от их состава в растении. Так, Браун и соавт. [34] отме-
тили, что накопление монотерпенов в суспензии составило 3 % их со-
держания в растении, из них 50 % приходилось на лимонен. Это иссле-
дование интересно в связи с анализируемой авторами проблемой
токсического действия конечных терпеновых продуктов на культивиру-
емые клетки и возможности использования проточной культуры.
Имеются достаточно противоречивые литературные сведения, ка-
сающиеся синтеза эфирного масла у шалфея in vitro. Так, в суспензион-
ных культурах S. officinalis Фалк и соавт. [47] не выявили монотерпенов,
хотя отметили наличие ферментов, необходимых для их синтеза. Более
успешными были работы с использованием культуры пролиферирующих
побегов S. officinalis, в которых сообщалось о получении эфирного мас-
193
НЕКОТОРЫЕ АСПЕКТЫ БИОТЕХНОЛОГИИ ЭФИРОМАСЛИЧНЫХ РАСТЕНИЙ
ISSN 2308-7099. Физиология растений и генетика. 2014. Т. 46. № 3
ла, содержащего 75 компонентов [99], а также проанализировано влия-
ние на их содержание типа и концентрации регуляторов роста [99, 110].
Вместе с тем получены данные, свидетельствующие о том, что в
условиях in vitro у отдельных видов растений наблюдался биосинтез
эфирного масла на уровне, сравнимом с интактным растением. Установ-
лено, что в генетически трансформированных корнях Ruta graveolens со-
держание эфирного масла составило 0,23 % массы сухого вещества кор-
ней, что сопоставимо с количеством эфирного масла в корнях
интактного растения [12]. У аниса изучены особенности накопления
эфирного масла и его отдельных компонентов с использованием эмбри-
огенных каллюсов, стеблевых культур и культуры бородатых корней [22,
46, 79, 95, 101, 102]. Культура корней, полученная в результате агробак-
териальной трансформации, продуцировала эфирное масло в количест-
вах, сопоставимых с плодами, однако его состав отличался, в частности,
не было основного компонента анетола [22, 101, 102]. Установлено, что
каллюсы жасмина накапливали монотерпены на уровне 0,1 % их коли-
чества в лепестках, тогда как в каллюсе сосны содержание - и -пине-
нов было на уровне их содержания в растении [27]. Другими исследова-
телями показано, что в культивируемых на агаризованной питательной
среде побегах розмарина содержание эфирного масла достигало 1,8 %, у
растений в естественных условиях — 2,4 % [77].
Авторы работы [26], посвященной изучению биосинтеза эфирного
масла у лаванды in vitro, показали накопление в каллюсе L. angustifolia
моно- и сесквитерпеноидов на уровне 20 % их количества в растении.
Суспензионная культура данного вида обладала меньшей способностью
к синтезу этих веществ, однако его можно активировать в результате
предобработки мевалонатом. В культуре пролиферирующих побегов L. la-
tifolia выявлены монотерпены, аналогичные таковым в эфирном масле
исходного растения, показано, что накопление компонентов эфирного
масла можно повысить при осмотическом стрессе или добавлении в сре-
ду абсцизовой кислоты [35].
Для некоторых эфиромасличных видов также разработаны эффек-
тивные приемы, способствующие повышению накопления ароматичес-
ких продуктов in vitro. Так, в суспензии клеток Mentha piperita синтез
ментола стимулировали с помощью предшественников (ментона, -цик-
лодекстрина), грибного элиситора или Agrobacterium-опосредованной
трансформации [37]. В каллюсе Origanum vulgare концентрация тимола
(основного компонента эфирного масла) повышалась на 24 % при до-
бавлении в питательную среду пролина [20].
Известно, что эфиромасличные растения часто используются так-
же как лекарственные, благодаря синтезу биологически активных ве-
ществ различных классов. В культурах клеток многих эфиромасличных
видов наряду с эфирными маслами обнаружены и другие ценные веще-
ства вторичного метаболизма. Так, у аниса в изолированных культурах
выявлены фенольные соединения, накопление которых зависело от
дифференциации — было ниже в эмбриогенных и стеблевых культурах,
чем в культуре бородатых корней [22]. Имеются сведения о накоплении
розмариновой кислоты в культуре побегов Mentha arvensis, усиливаю-
щемся при введении в питательную среду фенилаланина [91]. В культу-
ре трансформированных корней Hyssopus officinalis и Ocimum basilicum
также синтезировалась розмариновая кислота. При этом для иссопа по-
казано, что содержание этого соединения в культуре бородатых корней
194
Н.А. ЕГОРОВА
ISSN 2308-7099. Физиология растений и генетика. 2014. Т. 46. № 3
было как минимум на 60 % выше по сравнению с каллюсом, суспензи-
онной культурой и корнями однолетних растений, у базилика — почти
в 3 раза выше, чем в нетрансформированных корнях [91]. В некоторых
работах для кориандра указывался синтез жирных кислот in vitro, в ча-
стности, петроселиновой кислоты [72, 75]. При этом показано, что со-
держание ненасыщенных жирных кислот выше в суспензионной культу-
ре и при индукции соматического эмбриогенеза по сравнению с
недифференцированным каллюсом [72].
Каллюсные и суспензионные культуры отдельных видов лаванды
активно использовались для изучения накопления фенольных кислот
(розмариновой, кофеиновой, феруловой и др.) [52—54, 67, 92], пигмен-
тов [87, 105, 113], витамина биотина [114]. В работах болгарских ученых
достаточно детально исследовано накопление in vitro розмариновой кис-
лоты — ценного соединения с антиоксидантной активностью, обладаю-
щего противоаллергическим, противовоспалительным и противоопухо-
левым действием. При выращивании суспензионной культуры L. vera
изучено влияние на синтез этой кислоты различных компонентов пита-
тельной среды [53, 67] и температуры [54], что в дальнейшем позволило
оптимизировать условия культивирования в лабораторном биореакторе
[52, 92]. Представляет интерес также исследование биосинтеза биотина
в клеточных культурах L. vera, проведенное Ватанабе и соавт. [114], в ко-
тором при использовании -облучения и клеточной селекции получена
клеточная линия, содержащая свободного биотина в 7 раз больше, чем
в исходных штаммах и в 4,5 раза больше, чем в листьях растений.
В наших исследованиях установлено, что в отдельных каллюсных
штаммах лаванды (L. angustifolia) сорта Степная, полученных из листьев,
происходило образование голубого пигмента, максимум которого прихо-
дился на линейную фазу роста. Выделенный пигмент представлял ком-
плексный (хелатный) металлсодержащий антоциан. Показано, что пере-
вод каллюса в суспензионную культуру способствовал более активному
выделению пигмента в жидкую среду по сравнению с агаризованной.
Разработаны приемы выделения продуктивных культур с применением
визуальной клеточной селекции [4]. Японские ученые [87, 113] ранее ус-
тановили возможность синтеза голубого пигмента в культивируемых
клетках L. vera, однако они отметили, что индуктором его образования
являлся цистеин, вводимый в состав питательной среды.
В изолированных культурах шалфея выявлены многие ценные
соединения: дитерпеноид склареол у S. sclarea [29], урсоловая кислота у
S. officinalis [117], некоторые фенольные соединения (розмариновая кис-
лота, карнозол, карнозоловая кислота и др.) у S. officinalis, S. chame-
laeagnea, S. fruticosa, S. miltiorrhiza [18, 58, 59, 64, 69, 86, 91, 100]. Так, в
культуре побегов S. officinalis обнаружено 17 фенольных соединений, на-
копление которых зависело от гормонального состава питательной сре-
ды [100]. Польские ученые при анализе фенольных соединений у S. offi-
cinalis показали, что их синтез зависел от уровня дифференциации — в
каллюсе и суспензионной культуре было очень низкое содержание кар-
нозола, а карнозоловая кислота отсутствовала, тогда как в стеблях in
vitro эти вещества накапливались почти на уровне их количества в рас-
тении in vivo [58, 59]. В то же время концентрация розмариновой кис-
лоты во всех изученных культурах соответствовала исходным растениям.
В результате проведенных исследований разработаны приемы повыше-
ния выхода ценных антиоксидантных соединений — использование
195
НЕКОТОРЫЕ АСПЕКТЫ БИОТЕХНОЛОГИИ ЭФИРОМАСЛИЧНЫХ РАСТЕНИЙ
ISSN 2308-7099. Физиология растений и генетика. 2014. Т. 46. № 3
жидкой среды для культивирования побегов и добавление триаконтано-
ла способствовало повышению их содержания до уровня, который в 24
раза превышал их концентрацию в сухих листьях [59]. Представляют ин-
терес работы по изучению культуры генетически трансформированных
бородатых корней S. sclarea, в которых выявлены 4 дитерпеноида (в том
числе сальвипизон, обладающий противоопухолевой активностью) в
концентрациях выше, чем в корнях растений, хотя их соотношение и от-
личалось от соотношения в растениях in vivo [74, 90].
Таким образом, анализ имеющихся литературных данных показал,
что эфиромасличные растения в плане биотехнологии изучены намного
меньше, чем основные сельскохозяйственные культуры (зерновые, пло-
довые, ягодные, овощные и др.). Однако даже такой краткий обзор под-
твердил широкие возможности использования клеточных технологий в
решении многих вопросов, касающихся эфиромасличной отрасли.
Прежде всего это относится к разработке методов микроклонального
размножения in vitro, которые позволят быстро размножать ценные се-
лекционные образцы и новые сорта, сохранять редкие генотипы, полу-
чать оздоровленный посадочный материал, что так важно для повыше-
ния эффективности современной селекции и семеноводства.
Что касается получения веществ вторичного метаболизма, то куль-
тура изолированных клеток эфиромасличных растений прежде всего ис-
пользуется как удобная модель для изучения механизмов биосинтеза
эфирного масла. Как показывает большинство исследований, получение
in vitro эфирных масел, аналогичных тем, что синтезируются в растении,
весьма проблематично. Это в значительной степени связано с тем, что
эфирное масло представляет собой сложную многокомпонентную смесь
из нескольких десятков или даже сотен соединений, относящихся к раз-
личным классам химических веществ. Однако создание альтернативных
биотехнологий синтеза отдельных компонентов эфирного масла или
других биологически активных веществ достаточно перспективно и мо-
жет быть экономически целесообразно, особенно при высокой стоимо-
сти целевого продукта и возможности круглогодичного производства.
1. Асланянц Л.К., Маршавина З.В., Казарян А.Г. Продуктивность культуры клеток Iris sibi-
rica L., выращенных на упрощенной среде // Растительные ресурсы. — 1988. — Вып. 4. —
С. 107—110.
2. Бугара И.А. Индуцированный морфогенез и клональное микроразмножение перспек-
тивных сортов мяты: Автореф. дис … канд. биол. наук. — Ялта, 2007. — 20 с.
3. Геворкян Д.А., Инджикян С.М. Эфирное масло каллусной культуры розовой герани //
Тез. докл. 3-й Всесоюз. конф. «Культура клеток растений». — Абовян, 1979. — С. 76.
4. Егорова Н.А., Глумова Н.В. Исследование культуры клеток лаванды в связи со способ-
ностью к образованию пигмента // Физиология и биохимия культ. растений. — 2005. —
37, № 5. — С. 429—435.
5. Егорова Н.А., Кривохатко А.Г., Ставцева И.В., Каменек Л.И. Микроразмножение эфи-
ромасличных растений с использованием культуры изолированных тканей и органов in
vitro // Таврійський вісн. аграр. науки. — 2013. — № 1. — С. 9—14.
6. Егорова Н.А. Культура каллусной ткани и накопление вторичных метаболитов in vitro у
розы эфиромасличной // Вісн. Харків. аграр. ун-ту. — Сер. Біологія. — 2004. — Вип. 1. —
С. 84—92.
7. Егорова Н.А., Ставцева И.В., Инюткина А.Г. Клональное микроразмножение in vitro
некоторых эфиромасличных растений // Наук. праці ПФ «КАТУ» НАУ. — 2008. —
Вип. 107. — С. 127—131.
8. Егорова Н.А., Ставцева И.В., Митрофанова И.В. Морфогенез и клональное микро-
размножение Salvia sclarea L. in vitro // Труды Никит. бот. сада. — 2011. — 133. —
С. 41—53.
196
Н.А. ЕГОРОВА
ISSN 2308-7099. Физиология растений и генетика. 2014. Т. 46. № 3
9. Калинин Ф.Л., Сарнацкая В.В., Полищук В.Е. Методы культуры тканей в физиологии и
биохимии растений. — Киев: Наук. думка, 1980. — 488 с.
10. Киреева С.А., Бугорский П.С., Резникова С.А. Введение в культуру тканей розы эфиро-
масличной и накопление в них терпеноидов // Физиология растений. — 1977. — 24,
№ 4. — С. 824—831.
11. Кузовкина И.Н., Кузнецова Г.А., Смирнов А.М. Эфирные масла в культуре изолированных
тканей растений // Изв. АН СССР. — Сер. Биология. — 1975. — № 3. — С. 377—381.
12. Кузовкина И.Н., Сарка С., Хетели Е. и др. Состав компонентов эфирного масла генети-
чески трансформированных корней руты душистой // Физиология растений. — 2009. —
56, № 6. — С. 935—941.
13. Латушкіна Т.М. Клональне мікророзмноження і оздоровлення лаванди in vitro: Авто-
реф. дис. … канд. с.-г. наук. — Сімферополь, 2006. — 20 с.
14. Митрофанова И.В. Соматический эмбриогенез и органогенез как основа биотехноло-
гии получения и сохранения многолетних садовых культур. — Киев: Аграрна наука,
2011. — 344 с.
15. Родов В.С. Биосинтез терпеноидов в культуре клеток ментолсинтезирующих мят: Авто-
реф. дис. … канд. биол. наук. — Москва, 1985. — 24 с.
16. Секе Е., Шаварда А.Л., Кузовкина И.Н. Влияние условий выращивания каллусной тка-
ни соцветий ромашки лекарственной на образование в ней эфирного масла // Физио-
логия растений. — 1978. — 25, вып. 4. — С. 743—749.
17. Спринчану Е.К. Культивирование Artemisia balhanorum Krasch. in vitro и разработка
технологии ее клонального микроразмножения // Растительные ресурсы. — 1990. —
Вып. 2. — С. 242—250.
18. Юрин В.М., Дитченко Т.И., Молчан О.В. и др. Культура растительных клеток и тканей:
технология получения, разнообразие фармакологически активных метаболитов и при-
емы регуляции их синтеза // Тр. Белорус. ун-та. — 2009. — 4, ч. 2. — С. 168—182.
19. Пат. 7470832 USA, МКИ (Int. Class) A01N63/00, HКИ (Primary Class) 800/295. In vitro
system of micropropagation of rose scented Pelargonium graveolens, of bourbon type / A.K.
Kumar, D. Patnaik. № 10/453016; Patent (filing date) 06.03.2003; Publ. 12.30.2008.
20. Abedaljasim M.J., Ashwaq S.A., Duha M.M., Eman N.I. Influence of abiotic elicitors on accu-
mulation of thymol in callus cultures of Origanum vulgare L. // J. Life Sci. — 2012. — N 6. —
P. 1094—1099.
21. Amutha R., Jawahar M., Ravi P.S. Plant regeneration and in vitro flowering from shoot tip of
Basilicum polystachyon (L.) Moench — an impotant medicinal plant // J. Agr. Technol. —
2008. — 4, N 2. — P. 117—123.
22. Andarwulan N., Shetty K. Phenolic content in differentiated tissue cultures of untransformed
and Agrobacterium-transformed roots of anise (Pimpinella anisum L.) // Agr. and Food
Chem. — 1999. — 47, N 4. — P. 1776—1780.
23. Andrade L.B., Echeverrigaray S., Fracaro F. et al. The effect of growth regulators on shoot
propagation and rooting of common lavander (Lavandula vera DC) // Plant Cell, Tissue
Organ Cult. — 1999. — 56, N 2. — P. 79—83.
24. Avato P., Fortunato I.M., Ruta C. D’Elia R. Glandular hairs and essential oils in micropropa-
gated plants of Salvia officinalis L. // Plant Sci. — 2005. — 169, N 1. — P. 29—36.
25. Banthorpe D.V., Barrow S. Monoterpene biosynthesis in extracts from cultures of Rosa dama-
scena // Phytochemistry. — 1983. — 22, N 12. — P. 2727—2728.
26. Banthorpe D.V., Bates M.J., Ireland M.J. Stimulation of accumulation of terpenoids by cell
suspensions of Lavandula angustifolia following pretreatment of parent callus // Ibid. —
1995. — 40, N 1. — P. 83—87.
27. Banthorpe D.V., Branch S.A., Njar V.C.O. et al. Ability of plant callus cultures to synthesize
and accumulate lower terpenoids // Ibid. — 1986. — 25, N 3. — P. 629—636.
28. Banthorpe D.V., Branch S.A., Poots I., Fordham W.D. Accumulation of 2-phenylethanol by cal-
lus derived from leaf-bud of Rosa damascena // Ibid. — 1988. — 27, N 3. — P. 795—801.
29. Banthorpe D.V., Brown J.T., Morris G. Accumulation of the anti-fungal diterpene sclareol by
cell cultures of Salvia sclarea and Nicotiana glutinosa // Ibid. — 1990. — 29, N 7. — P. 2145—
2148.
30. Banthorpe D.V., Grey T., Poots I., Fordham W. Monoterpene metabolism in cultures of Rosa
species // Ibid. — 1986. — 25, N 10. — P. 2321—2326.
31. Bela J.S., Shetty K. In vitro developmental response of anise to growth regulators and establish-
ment of a clonal propagation system // Acta Hort. (ISHS). — 1996. — N 426. — P. 483—488.
32. Benjamin B.D., Sipahimalani A.T., Heble M.R. Tissue cultures of Artemisia pallens: organogenesis,
terpenoid production // Plant Cell, Tissue Organ Cult. — 1990. — 21, N 2. — P. 159—164.
33. Bennici A., Anzidei M., Vendramin G.G. Genetic stability and uniformity of Foeniculum vulgare
Mill. regenerated plants througt organogenesis and somatic embryogenesis // Plant Sci. —
2004. — 166, N 1. — P. 221—227.
197
НЕКОТОРЫЕ АСПЕКТЫ БИОТЕХНОЛОГИИ ЭФИРОМАСЛИЧНЫХ РАСТЕНИЙ
ISSN 2308-7099. Физиология растений и генетика. 2014. Т. 46. № 3
34. Brown J.T., Hegarty P.K., Charlwood B.V. The toxicity of monoterpenes to plant cell cul-
tures // Ibid. — 1987. — 48, N 3. — P. 195—201.
35. Calvo M.C., Snchez-Gras M.C. Accumulation of monoterpenes in shoot-proliferation cultures
of Lavandula latifolia // Med. Plant Sci. — 1993. — 91, N 2. — P. 207—212.
36. Cassells A.C., Minas G. Plant and in vitro factors influencing the micropropagation of
Pelargonium cultivars by bud-tip culture // Sci. Hort. — 1983. — 21, N 1. — P. 53—65.
37. Chakraborty A., Chattopadhyay S. Stimulation of menthol production in Mentha piperita cell
culture // In vitro Cell. Dev. Biol. Plant. — 2008. — 44, N 6. — P. 518—524.
38. Charlwood B.V., Charlwood K.A., Brown J.T. The effect of product removal on the accumula-
tion of monoterpenes in Pelargonium cultures // Proc. IV Eur. Congr. Biotechnol. —
Amsterdam etc., 1987. — Vol. 2. — P. 444—446.
39. Chen R.R., Zhang J.T., Li B-P. et al. Somatic embryogenesis and artificial seeds in coriander
(Coriandrum sativum L.) // Somatic embryogenesis and synthetic seeds. I. Biotechnology in
agriculture and forestry / Ed. Y.P.S. Bajaj. — Berlin: Springer-Verlag, 1995. — P. 334—342.
40. Chishti N., Kaloo Z.A., Shawl A.S., Sultan Ph. Rapid in vitro clonal propagation of Lavandula
officinalis chaix a multipurpose plant of inductrial impotance // Pakistan J. Biol. Sci. —
2006. — N 9. — P. 514—518.
41. Cuenca S., Amo-Marko J.B. In vitro propagation of two spanish endemic species of Salvia through
bud proliferation // In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. — 2000. — 36, N 2. — P. 225—229.
42. David Raja H., Arockiasamy D.I. In vitro propagation of Mentha viridis L. from nodal and
shoot tip explants // Plant Tissue Cult. Biotech. — 2008. — 18, N 1. — P. 1—6.
43. Dias M.C., Almeida R., Romano A. Rapid clonal multiplication of Lavandula viridis L.’Her.
through in vitro axillary shoot proliferation // Plant Cell, Tissue Organ Cult. — 2002. — 68,
N 1. — P. 99—102.
44. Du Manoir J., Desmarest P., Saussay R. In vitro propagation of fennel (Foeniculum vulgare
Mill.) // Sci. Hort. — 1985. — 27, N 1—2. — P. 15—19.
45. Echeverrigaray S., Basso R., Andrade L.B. Micropropagation of Lavandula dentata from axil-
lary buds of field-grown adult plants // Biol. Plant. — 2005. — 49, N 3. — P. 439—442.
46. Ernst D. Pimpinella anisum L. (Anise): Cell culture, somatic embryogenesis and the produc-
tion of anise oil // Med. And Aromat. Plants 2. — Berlin etc., 1989. — P. 381—397.
47. Falk K.L., Gershenzon J., Croteau R. Metabolism of monoterpenes in cell cultures of common
sage (Salvia officinalis). I. Biochemical rationale for the lack of monoterpene accumulation //
Plant Physiol. — 1990. — 93, N 3. — P. 1559—1567.
48. Farhangi-sabet M., Behboodi B.S. The study of biotechnology and callus formation on Rosa
damascena Mill. in the Kashan region // Proceed. of IV Int. Iran and Russia conf. in agri-
culture and natural resources. — Shahrekord, Iran, 2004. — P. 91—97.
49. Figueiredo A.C.S., Pais M.S., Scheffer J.J.C. Composition of the essential oil from cell sus-
pension cultures of Achillea millefolium ssp. millefolium // Plant Cell, Tissue Organ Cult. —
1995. — 40, N 2. — P. 113—118.
50. Figueiredo A.C.S., Pais M.S. Ultrastructural aspects of the glandular cell from the secretory tri-
chomes and from the cell suspension cultures of Achillea millefolium L. ssp. millefolium // Ann.
Bot. — 1994. — 74, N 2. — P. 179—190.
51. Gbolade A.A., Lockwood G.B. Metabolic studies of volatile constituents in tissue cultures of
Petroselinum crispum (Mill.) Nyman // J. Plant Physiol. — 1990. — 136, N 2. — P. 198—202.
52. Georgiev M., Abrashev R., Krumova E. et al. Rosmarinic acid and antioxidant enzyme activi-
ties in Lavandula vera MM cell suspension culture: A comparative study // Appl. Biochem.
Biotechnol. — 2009. — 159, N 2. — P. 415—425.
53. Georgiev M., Kuzeva S., Pavlov A. et al. Enhanced rosmarinic acid production by Lavandula
vera MM cell suspension culture through elicitation with vanadyl sulfate // J. Biosciences. —
2006. — 61, N 3—4. — P. 241—244.
54. Georgiev M., Pavlov A., Ilieva M. Rosmarinic acid production by Lavandula vera MM cell sus-
pension: the effect of temperature // Biotechnol. Lett. — 2004. — 26, N 10. — P. 855—856.
55. Gostin I. Effects of different plant hormones on Salvia officinalis cultivated in vitro // Int. J.
Bot. — 2008. — 4, N 4. — P. 430—436.
56. Govindaraj S., Kumari B.D.R., Cioni P.L., Flamini G. Mass propagation and essential oil analy-
sis of Artemisia vulgaris // J. Biosci. Bioeng. — 2008. — 105, N 3. — P. 176—183.
57. Graham J. Lappin, Stride J.D., Tampion J. Biotransformation of monoterpenoids by suspension
cultures of Lavandula angustifolia // Phytochemistry. — 1987. — 26, N 4. — P. 995—997.
58. Grzegorczyk I., Bilichowski I., Mikiciuk-Olasik E., Wysokinska H. In vitro cultures of Salvia
officinalis L. as a source of antioxidant compounds // Acta Soc. Bot. Poloniae. — 2005. — 74,
N 1. — P. 17—21.
59. Grzegorczyk I., Wysokinska H. Liquid shoot culture of Salvia officinalis L. for micropropaga-
tion and production of antioxidant compounds: effect of triacontanol // Ibid. — 2008. — 77,
N 2. — P. 99—104.
198
Н.А. ЕГОРОВА
ISSN 2308-7099. Физиология растений и генетика. 2014. Т. 46. № 3
60. Grzegorczyk I., Wysokinska H. Micropropagation of Salvia officinalis L. by shoot tips //
Biotechnologia. — 2004. — N 2. — P. 212—218.
61. Gupta R., Gupta S.K., Banerjee S. et al. Micropropagation of elite cultivars of rose scented
geranium (Pelargonium graveolens L’Herit.) for industrial production of propagules // Ind. J.
Biotech. — 2002. — N 1. — P. 286—291.
62. Hamza A.M., Omaima M. Abd El-Kafie, Kasem M.M. Direct micropropagation of English
lavender (Lavandula angustifolia Munstead) plant // J. Plant Product. Mansoura Univ. —
2011. — 2, N 1. — P. 81—96.
63. Hassanein A., Dorion N. Efficient plant regeneration system from leaf discs of zonal
(Pelargonium hortorum) and two scented (P. capitatum and P. graveolens) geraniums // Plant
Cell, Tissue Organ Cult. — 2005. — 83, N 2. — P. 231—240.
64. Huang L.D., Van Staden J. Salvia chamelaeagnea can be micropropagated and its callus
induced to produce rosmarinic acid // S. Afr. J. Bot. — 2002. — N 68. — P. 177—180.
65. Hu B.Z., Alfermann A.W. Diterpenoid production in hairy root cultures of Salvia miltiorrhiza //
Phytochemistry. — 1993. — 32, N 3. — P. 699—703.
66. Hunault G., Desmarest P., Du Manoir J. Foeniculum vulgare Miller: Cell culture regeneration, and
the production of anethole // Med. Aromat. Plants 2. — Berlin etc., 1989. — P. 185—212.
67. Ilieva-Stoilova M.P., Pavlov A.I., Kovatcheva-Apostolova E.G. Further research into Lavandula
species. Cell cultures of L. vera and rosmarinic acid production // Lavender. The genus
Lavandula / Ed. Maria Lis-Balchin. — London; New York: Publ. By Taylor and Francis,
2002. — P. 214—226.
68. Jabbarzadeh Z., Khosh-Khui M. Factors affecting tissue culture of Damask rose (Rosa damas-
cena Mill.) // Sci. Hort. — 2005. — 105, N 4. — P. 475—482.
69. Karam N.S., Jawad F.M., Arikat N.A., Shibl R.A. Growth and rosmarinic acid accumulation
in callus, cell suspension, and root cultures of wild Salvia fruticosa // Plant Cell, Tissue Organ
Cult. — 2003. — 73, N 2. — P. 117—121.
70. Kataeva N.V., Popowich E.A. Maturation and rejuvenation of Coriandrum sativum shoot clones
during micropropagation // Ibid. — 1993. — 34, N 2. — P. 141—148.
71. Katagi H., Takahashi E., Nakao K., Inui M. Shootforming cultures of Pelargonium graveolens
by jar fermentation // J. Agr. Chem. Society Jap. — 1986. — 60, N 1. — P. 15—17.
72. Kim S.W., Park M.K., Bae K.S. et al. Production of petroselinic acid from cell suspension cul-
tures of Coriandrum sativum // Phytochemistry. — 1996. — 42, N 6. — P. 1581—1582.
73. Kornova K., Michailova J. Optimizing the rooting process in propagation of kazanlak oil-bea-
ring rose (Rosa damascena Mill.) in vitro // Propag. Ornam. Plants. — 2008. — 8, N 4. —
P. 224—229.
74. Kuzma L., Bruchajzer E., Wysokinska H. Diterpenoid production in hairy root culture of Salvia
sclarea L. // Z. Naturforsch C. — 2008. — 63, N 7—8. — P. 621—624.
75. Liu J.R., Kim S.W., Oh S.C. In vitro culture and the production of secondary metabolites in
Coriandrum sativum L. (Coriander) // Biotechnology in agricultural and forestly 51. Medicinal
and aromatic plants XII / Ed. T. Nagata, Y. Ebizuka. — Berlin; Heidelberg: Springer-Verlag,
2002. — P. 13—22.
76. Lourenco P.M.L., Figueiredo A.C., Barroso J.G. et al. Essential oils from hairy root cultures and
from plant roots of Achillea millefolium // Phytochemistry. — 1999. — 51, N 5. — P. 637—642.
77. Madhu J., Banerji R., Nigam S.K. et al. In vitro production of essential oil from proliferating
shoots of Rosmarinus officinalis // Planta Med. — 1991. — 57, N 2. — P. 122—124.
78. Makunga N.P., Van Staden J. An efficient system for the production of clonal plantlets of the
medicinally important aromatic plant: Salvia africana-lutea L. // Plant Cell, Tissue Organ
Cult. — 2008. — 92, N 1. — P. 63—72.
79. Martin R., Reichling J. NIH-shift during biosynthesis of epoxypseudoisoeugenol (2-methylbu-
tyrate) in tissue cultures of Pimpinella anisum // Phytochemistry. — 1992. — 31, N 2. —
P. 511—514.
80. Mascarello C., Mantovani E., Ruffoni B. In vitro culture of several ornamental and medicinal
Salvia species // Acta Hort (ISHS). — 2006. — N 723. — P. 375—380.
81. Mederos M.S., Amaro Luis J.M., Luis J.G. In vitro mass propagation of Salvia canariensis by
axillary shoots // Acta Soc. Bot. Pol. — 1997. — 66, N 3—4. — P. 351—354.
82. Meftahizade H., Lotfi M., Moradkhani H. Optimization of micropropagation and establishment
of cell suspension culture in Melissa officinalis L. // Afr. J. Biotechnol. — 2010. — 9, N 28. —
P. 4314—4321.
83. Menard D., Coumans M., Gaspar Th. Micropropagation du Pelargonium a partir de meris-
temes // Med. Fac. Landbouw. Rijksuniv. Gent. — 1985. — 50, N 2a. — P. 327—331.
84. Minas G.J. Peppermint (Mentha piperita) sanitation and mass micropropagation in vitro //
Acta Hort (ISHS). — 2010. — N 853. — P. 77—82.
85. Misic D., Grubisic D., Konjevic R. Micropropagation of Salvia brachyodon through nodal
explants // Biol. Plant. — 2006. — 50, N 3. — P. 473—476.
199
НЕКОТОРЫЕ АСПЕКТЫ БИОТЕХНОЛОГИИ ЭФИРОМАСЛИЧНЫХ РАСТЕНИЙ
ISSN 2308-7099. Физиология растений и генетика. 2014. Т. 46. № 3
86. Morimoto S., Goto Y., Shoyama Y. Production of lithospermic acid B and rosmarinic acid in
callus tissue and regenerated plantlets of Salvia miltiorrhiza // J. Nat. Prod. — 1994. — 57,
N 6. — P. 817—823.
87. Nakajima H., Sonomoto K., Sato F. et al. Pigment synthesis by immobilized cultured cells of
Lavandula vera and characterization of a component of the pigments // Agr. Biol. Chem. —
1990. — 54, N 1. — P. 53—60.
88. Nobre J. In vitro cloning and micropropagation of Lavandula stoechas from fild-grown
plants // Plant Cell, Tissue Organ Cult. — 1996. — 46, N 2. — P. 151—155.
89. Noodezh H.M., Moieni A., Baghizadeh A. In vitro propagation of the Damask rose (Rosa da-
mascena Mill.) // In Vitro Cell Dev. Biol. Plant. — 2012. — 48, N 6. — P. 530—538.
90. Panagiotopoulos E., Skapeti M., Kapetanos Ch. Production of secondary metabolites using liqu-
id culture of Salvia plants: up-to-date reports and scale-up potential // Sage: The Genus Salvia
/ Ed. Spiridon E. Kintzios. — Publisher: CRC Press, 2000. — P. 251—262.
91. Park S.U., Uddin M.R., Xu H. et al. Biotechnological applications for rosmarinic acid pro-
duction in plant // Afr. J. Biotechnol. — 2008. — 7, N 25. — P. 4959—4965.
92. Pavlov A.I., Georgiev M.I., Ilieva M.P. Production of rosmarinic acid by Lavandula vera MM
cell suspension in bioreactor: effect of dissolved oxygen concentration and agitation // World
J. Microbiol. Biotechnol. — 2005. — 21, N 4. — P. 389—392.
93. Phatak S.V., Heble M.R. Organogenesis and terpenoid synthesis in Mentha arvensis //
Fitoterapia. — 2002. — 73, N 1. — P. 32—39.
94. Quazi M.H. In vitro multiplication of Lavandula spp. // Ann. Bot. — 1980. — 45, N 3. —
P. 361—362.
95. Reichling J., Martin R., Kemmerer B. Biosynthesis of pseudoisoeugenol-derivatives in liquid tis-
sue cultures of Pimpinella anisum // Plant Cell, Tissue Organ Cult. — 1995. — 43, N 2. —
P. 131—136.
96. Rostiana O. Perbanyakan tanaman anis (Pimpinella anisum L.) secara in vitro // Bull. Litt. —
2007. — 18, N 2. — P. 117—126.
97. Ruffoni B., Savona M., Capponi A. et al. Micropropagation of Salvia pratensis L. and Salvia
nemorosa L. accessions selected for ornamental characters // Acta Hort (ISHS). — 2009. —
N 812. — P. 201—204.
98. Sanchez-Gras M.C., Del Carmen Calvo M. Micropropagation of Lavandula latifolia through
nodal bud culture of mature plants // Plant Cell, Tissue Organ Cult. — 1996. — 45, N 3. —
P. 259—261.
99. Santos-Gomes P.C., Fernandes-Ferreira M. Essential oils produced by in vitro shoots of sage
(Salvia officinalis L.) // J. Agr. Food Chem. — 2003. — 51, N 8. — P. 2260—2266.
100. Santos-Gomes P.C., Seabra R.M., Andrade P.B., Fernandes-Ferreira M. Phenolic antioxidant
compounds produced by in vitro shoots of sage (Salvia officinalis L.) // Plant Sci. — 2002. —
162, N 6. — P. 981—987.
101. Santos P.M., Figueiredo A.C., Oliveira M.M. et al. Essential oils from hairy root cultures and from
fruits and roots of Pimpinella anisum // Phytochemistry. — 1998. — 48, N 3. — P. 455—460.
102. Santos P.M., Figueiredo A.C., Oliveira M.M. et al. Morphological stability of Pimpinella anisum
hairy root cultures and time-course study of their essential oils // Biotechnol. Lett. — 1999. —
21, N 6. — P. 859—864.
103. Satyakala G., Rao M.M., Lakshmi S.G. In vitro micropropagation of scented geranium
(Pelargonium graveolens L’Her. ex Ait: syn P. roseum Willd) // Curr. Sci. — 1995. — 68,
N 4. — P. 762—765.
104. Schreier P. Biotechnology and flavour production // Proc. VIII Intern. biotechnol. symp.
Vol. 2. — Paris, 1989. — P. 869—882.
105. Segura J., Calvo M.C. Lavandula spp. (Lavender): in vitro culture, regeneration of plants and
the formation of essential oil and pigments // Biotechnology in Agriculture and Forestry /
Ed. Y.P.S. Bajaj. — Berlin; Heidelberg: Springer-Verlag, 1991. — P. 283—310.
106. Skala E., Wysokinska H. In vitro regeneration of Salvia nemorosa L. from shoot tips and leaf
explants // In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. — 2004. — 40, N 6. — P. 596—602.
107. Stephen R., Jayabalan N. Artificial seed production in coriander (Coriandrum sativum L.) //
Plant Tissue Cult. — 2000. — 10, N 1. — P. 45—49.
108. Stephen R., Jayabalan N. Propagation of Coriandrum sativum L. through somatic embryoge-
nesis // Indian J. Exp. Biol. — 2001. — 39, N 4. — P. 387—389.
109. Sukhumpinij P., Kakihara F., Kato M. In vitro regeneration from mature leaf explants of
Pelargonium rapaceum (L.) L’Herit // Sci. Hort. — 2010. — 126, N 3. — P. 385—389.
110. Tawfik A.A., Read P.E., Cuppett S.L. Stimulation of growth and monoterpene production of
sage (Salvia officinalis L.) by benzyladenine in vitro // Plant Grow. Regul. — 1992. — 20,
N 4. — P. 200—206.
111. Tembe R.P., Deodhar M.A. Clonal propagation of different cultivars of Pelargonium graveolens
(L’Herit) viz., Reunion, Bourbon and Egyptian // Biotechnology. — 2010. — N 9. —
P. 492—498.
200
Н.А. ЕГОРОВА
ISSN 2308-7099. Физиология растений и генетика. 2014. Т. 46. № 3
112. Tirillini B., Tosi B. Presence of -pinen in plant callus cultures of Smyrnium perfoliatum L. //
J. Essent. Oil Res. — 1992. — 4, N 4. — P. 431—432.
113. Watanabe K., Sato F., Furuta V., Yamada Y. Induction of pigment production by S-con-
taining compounds in cultured Lavandula vera cells // Agr. Biol. Chem. — 1985. — 49,
N 2. — P. 533—534.
114. Watanabe K., Yano S., Yamada Y. The selection of cultured plant cell lines producing high
levels of biotin // Phytochemistry. — 1982. — 21, N 3. — P. 513—516.
115. Wawrosch C., Kopp B., Kubelka W. In vitro propagation of Achillea asplenifolia VENT
through multiple shoot regeneration // Plant Cell Rep. — 1994. — 14, N 2—3. — P. 161—
164.
116. Xian Ri Li, Eun-Soo Seong, Il-Seop Kim, Chang-Yeon Yu. Micropropagation and RAPD
analysis of somaclonal variants in Lavandula spica cv. Marino // Korean J. Med. Crop.
Sci. — 1999. — 7, N 2. — P. 94—100.
117. Ziga Bolta, Dea Baricevic, Borut Bohanec, Samo Andrensek. A preliminary investigation of
ursolic acid in cell suspension culture of Salvia officinalis // Plant Cell, Tissue Organ Cult. —
2000. — 62, N 1. — P. 57—63.
118. Zuzarte M.R., Dinis A.M., Cavaleiro C. et al. Trichomes, essential oils and in vitro propaga-
tion of Lavandula pedunculata (Lamiaceae) // Industrial Crops Products. — 2010. — N 32. —
P. 580—587.
Получено 14.02.2014
ДЕЯКІ АСПЕКТИ БІОТЕХНОЛОГІЇ ЕФІРООЛІЙНИХ РОСЛИН: МІКРОКЛОНАЛЬНЕ
РОЗМНОЖЕННЯ, СИНТЕЗ ПРОДУКТІВ ВТОРИННОГО МЕТАБОЛІЗМУ IN VITRO
Н.О. Єгорова
Інститут сільського господарства Криму Національної академії аграрних наук України,
Сімферополь
Наведено огляд біотехнологічних досліджень із розробки методів мікроклонального
розмноження in vitro й отримання речовин вторинного метаболізму в ізольованих культу-
рах основних і перспективних для вирощування в Україні видів ефіроолійних рослин (ла-
ванди, шавлії, троянди, коріандру, м’яти, герані та ін.). Проаналізовано вплив деяких чин-
ників на ефективність розмноження, а також отримання in vitro ефірної олії та інших
біологічно активних речовин.
SOME ASPECTS OF ESSENTIAL OIL PLANTS BIOTECHNOLOGY: MICROCLONAL
PROPAGATION, SYNTHESIS OF SECONDARY METABOLITES IN VITRO
N.A. Yegorova
Institute of Agriculture of Crimea, National Academy of Agrarian Sciences of Ukraine
150 Kievskaya St., Simferopol, 95034, Ukraine
Biotechnological researches on developing methods of microclonal propagation in vitro and
obtaining substances of secondary metabolism in isolated cultures of the main and perspective for
growing in Ukraine species of essential oil plants (lavender, sage, rose, coriander, mint, geranium
and others) are reviewed. Influence of some factors on the propagation efficiency and obtaining
in vitro essential oil and other biologically active substances have been analyzed.
Key words: essential oil plants, microclonal propagation, secondary metabolism in vitro.
201
НЕКОТОРЫЕ АСПЕКТЫ БИОТЕХНОЛОГИИ ЭФИРОМАСЛИЧНЫХ РАСТЕНИЙ
ISSN 2308-7099. Физиология растений и генетика. 2014. Т. 46. № 3
|