Антифризные белки. Сообщение II. Распространение в природе
В работе обобщены многочисленные данные о распространении антифризных белков в природе. Приведены основные принципы их классификации. Предложен вариант классификации антифризных протеинов в зависимости от таксономической принадлежности организмов, в которых они обнаружены. В роботі узагальнено числе...
Gespeichert in:
| Datum: | 2009 |
|---|---|
| Hauptverfasser: | , |
| Format: | Artikel |
| Sprache: | Englisch |
| Veröffentlicht: |
Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України
2009
|
| Schlagworte: | |
| Online Zugang: | https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/5407 |
| Tags: |
Tag hinzufügen
Keine Tags, Fügen Sie den ersten Tag hinzu!
|
| Назва журналу: | Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine |
| Zitieren: | Антифризные белки. Сообщение II. Распространение в природе / А.К. Гулевский, Л.И. Релина // Пробл. криобиологии. — 2009. — T. 19, № 2. — С. 121-136. — Бібліогр.: 76 назв. — рос. |
Institution
Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine| _version_ | 1860020265446014976 |
|---|---|
| author | Гулевский, А.К. Релина, Л.И. |
| author_facet | Гулевский, А.К. Релина, Л.И. |
| citation_txt | Антифризные белки. Сообщение II. Распространение в природе / А.К. Гулевский, Л.И. Релина // Пробл. криобиологии. — 2009. — T. 19, № 2. — С. 121-136. — Бібліогр.: 76 назв. — рос. |
| collection | DSpace DC |
| description | В работе обобщены многочисленные данные о распространении антифризных белков в природе. Приведены основные принципы их классификации. Предложен вариант классификации антифризных протеинов в зависимости от таксономической принадлежности организмов, в которых они обнаружены.
В роботі узагальнено численні дані щодо розповсюдження антифризних білків у природі. Наведено головні принципи їх класифікації. Запропоновано варіант класифікації антифризних протеїнів в залежності від таксономічної належності організмів, в яких вони були виявлені.
Multiple data on distribution of antifreeze proteins in nature are summarised in the paper. The main principles of their classification are presented. A variant of antifreeze protein classification depending on taxonomic categories of organisms, which they were found in, is proposed.
|
| first_indexed | 2025-12-07T16:47:09Z |
| format | Article |
| fulltext |
121 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
* Àâòîð, êîòîðîìó íåîáõîäèìî íàïðàâëÿòü êîððåñïîíäåíöèþ:
óë. Ïåðåÿñëàâñêàÿ, 23, ã. Õàðüêîâ, Óêðàèíà 61015; òåë.:+38
(057) 373-41-35, ôàêñ: +38 (057) 373-30-84, ýëåêòðîííàÿ ïî÷òà:
cryo@online.kharkov.ua
* To whom correspondence should be addressed: 23, Pereyaslavskaya
str., Kharkov, Ukraine 61015; tel.:+380 57 373 4135, fax: +380 57
373 3084, e-mail: cryo@online.kharkov.ua
Institute for Problems of Cryobiology and Cryomedicine of the Na-
tional Academy of Sciences of Ukraine, Kharkov, Ukraine
Èíñòèòóò ïðîáëåì êðèîáèîëîãèè è êðèîìåäèöèíû
ÍÀÍ Óêðàèíû, ã. Õàðüêîâ
УДК 577.112
À.Ê. ÃÓËÅÂÑÊÈÉ, Ë.È. ÐÅËÈÍÀ*
Àíòèôðèçíûå áåëêè.
Ñîîáùåíèå II. Ðàñïðîñòðàíåíèå â ïðèðîäå
UDC 577.112
A.K. GULEVSKY, L.I. RELINA*
Antifreeze Proteins.
Report II. Occurrence in Nature
В работе обобщены многочисленные данные о распространении антифризных белков в природе. Приведены основные
принципы их классификации. Предложен вариант классификации антифризных протеинов в зависимости от таксономической
принадлежности организмов, в которых они обнаружены.
Ключевые слова: антифризные белки, классификация, распространение в природе.
В роботі узагальнено численні дані щодо розповсюдження антифризних білків у природі. Наведено головні принципи їх
класифікації. Запропоновано варіант класифікації антифризних протеїнів в залежності від таксономічної належності організмів,
в яких вони були виявлені.
Ключові слова: антифризні білки, класифікація, розповсюдження у природі.
Multiple data on distribution of antifreeze proteins in nature are summarised in the paper. The main principles of their classification
are presented. A variant of antifreeze protein classification depending on taxonomic categories of organisms, which they were found
in, is proposed.
Key-words: antifreeze proteins, classification, occurence in nature.
В современной литературе имеется множество
сведений об антифризных протеинах (АФП), функ-
ция которых заключается в защите клеток от пов-
реждающих факторов, связанных с риском кристал-
лизации жидкости организма при понижении темпе-
ратуры. АФП представляют собой многочисленную
группу разнообразных белков, которых объединяют
общие свойства: способность снижать температуру
замерзания, не влияя при этом на температуру оттаи-
вания; модифицировать или останавливать рост
кристаллов льда; ингибировать рекристаллизацию
и, возможно, защищать клеточные мембраны от
повреждений. АФП найдены у позвоночных, беспоз-
воночных, у растений, бактерий и грибов [5].
Цель работы – попытка классификации разно-
образных АФП в зависимости от их распростра-
нения в различных систематических группах.
I. Áåëêè è ãëèêîïðîòåèäû ðûá
1. Àíòèôðèçíûå ãëèêîïðîòåèäû (ÀÔÃÏ)
Подробное описание АФГП рыб и предполагае-
мый механизм их действия даны в обзоре [1]. Все
компоненты АФГП в принципе имеют одинаковое
строение и состоят в основном из повторяющихся
In modern literature there is a huge information
about antifreeze proteins (AFPs), which function
consists in cell protection against damaging factors,
related to the risk of organism’s liquid crystallisation
under temperature decrease. AFPs represent a nu-
merous group of different proteins, having common
properties such as: capability to decrease freezing
temperature with no effect on that of thawing;
modification or stop of ice crystal growth; recrys-
tallisation inhibition and a possible protection of
cell membranes against damages. AFPs were found
in vertebrates, invertebrates, plants, bacteria and
fungi [5].
Research aim was the attempt to classify the
different AFPs depending on their distribution in
various systematic groups.
I. Fish proteins and glycoproteins
1. Antifreeze glycoproteins (AFGPs)
Detailed description of fish AFGPs and their
assumed effect mechanism are presented in the
review [1]. Principally, all the AFGPs components
have a similar structure and comprise mostly repea-
ted glycoprotein links, based on Ala-Ala-Thr struc-
ÒÅÎÐÅÒÈ×ÅÑÊÀß
È ÝÊÑÏÅÐÈÌÅÍÒÀËÜÍÀß
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈß
THEORETICAL
AND EXPERIMENTAL
CRYOBIOLOGY
122 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
гликотрипептидных звеньев на основе структуры
Ala-Ala-Thr [12]. Дисахарид присоединен к каждому
остатку треонина [60, 61]. Число гликотрипептидных
звеньев определяет разницу молекулярной массы
компонентов, которые принято нумеровать в порядке
её уменьшения [11, 20]. Фракции АФГП 1–5 – это
полимеры с молекулярной массой 11–32 кДа, содер-
жащие от 17 до 50 звеньев. Молекулярная масса
компонентов АФГП 6–8 составляет 2,6–8 кДа, они
содержат 4–12 звеньев. АФГП 6-8, в отличие от
АФГП 1–5, имеют в своем составе остатки пролина,
причем в одном звене не может быть больше одного
остатка пролина [43]. Гидрофильные участки моле-
кул АФГП способны конкурировать с молекулами
воды за образование водородных связей в гексаго-
нальной решетке зародышевых кристаллов льда [21,
57]. Поскольку расстояние между гидроксильными
группами соседних атомов углерода в гексапираноз-
ном кольце углеводных остатков галактозы совпа-
дает с расстоянием между соседними молекулами
воды вдоль кристаллографической оси а льда, вполне
допустимо, что каждый остаток галактозы связы-
вает две молекулы воды, т.е. вдоль оси а не остается
вакантных молекул воды. Предположение о роли
углеводных цепей АФГП с многочисленными гидро-
ксильными группами в процессе адсорбции АФГП
на поверхности зародышевых кристаллов подтверж-
дается также опытами по химической модификации
дисахаридных составляющих [40, 60, 61, 65]. Перио-
датное окисление и ацетилирование ОН-групп приво-
дят к инактивации молекул АФГП, что свидетельст-
вует о наличии “активных центров” на дисахаридных
фрагментах боковых цепей. Поскольку дисахарид,
являясь жестким звеном, имеет ограниченную воз-
можность ротационных флуктуаций вокруг О-глико-
зилпептидной связи, можно предположить, что пеп-
тидная цепь служит для определенной ориентации
боковым дисахаридным звеньям, т. е. для формиро-
вания специфической активной конформации АФГП
[57].
Искусственно синтезированный аналог АФГП 8
в растворах формирует агрегаты из димеров [7].
При невысоких концентрациях предпочтительная
конформация АФГП 8 в растворе представляет
собой “случайный” виток, однако при повышении
концентрации спектры кругового дихроизма показы-
вают появление α-спиралей и β-слоев, что свиде-
тельствует о высокой лабильности этих компонентов
в растворе. Термогистерезисная активность в раст-
ворах с агрегатами намного выше, чем в растворах
с низкими концентрациями АФГП 8, не содержа-
щими агрегатов, что подтверждает кооперативный
характер функционирования низкомолекулярных
АФГП; этот факт был ранее установлен при иссле-
довании взаимодействия крупных и малых АФГП
[1].
ture [12]. Disaccharide joins each threonine residue
[60, 61]. The number of glycotripeptide links
determines a difference between molecular mass
of components, admitted for enumeration in order
of its decreasing [11, 20]. AFGPs 1–5 fractions
are polymers with 11–32 kDa molecular mass,
comprising from 17 to 50 links. Molecular mass
of AFGPs 6–8 components is 2.6–8 kDa, they
consist of 4–12 links. AFGPs 6–8, in contrast to
AFGPs 1–5, have in their content proline residues,
moreover one link can not contain more than one
proline residue [43]. Hydrophilic sites of AFGPs
molecules are capable to compete with water
molecules for hydrogen bond formation in hexagonal
latitude of ice embryonic crystals [21, 57]. Since
the distance between hydroxyl groups of carbon
adjacent atoms in hexopyranose ring of galactose
carbohydrate residues coincides with that between
water neighbouring molecules along ice crystallo-
graphic axis a, it is quite allowable, that each
galactose residue binds two water molecules, i. e.
no vacant water molecules remain along the axis a.
This assumption about the role of AFGPs carbohyd-
rate chains with numerous hydroxyl groups during
AFGPs adsorption on embryonic crystal surface
is also approved by the trials on chemical modifica-
tion of disaccharide components [40, 60, 61, 65].
Periodate oxidation and OH-group acetylation result
in AFGP molecule inactivation, testifying to the
presence of “active centers” on disaccharide frag-
ments of lateral chains. Since the disaccharide,
being a hard link, possesses a limited possibility
for rotational fluctuations around O-glycosyl peptide
bond, we may assume a peptide chain to serve as
the certain orientation for lateral disaccharide links,
i. e. to form a specific active AFGP conformation
[57].
Artificially synthesised AFGP 8 analogue in solu-
tions forms aggregates from dimers [7]. Under
low concentrations a preferable AFGP 8 confor-
mation in solution is a “random” turn, but under
concentration rise the spectra of circular dichroism
show the appearance of α-helix and β-layers, that
testifies to a high lability of these components in
solution. Thermohysteresis activity in solutions with
aggregates is much higher, than in those with low
concentrated AFGP 8 and free of aggregates, that
confirms a cooperative character of low molecular
AFGPs functioning; this fact was previously estab-
lished when investigating the interaction between
large and small AFGPs [1].
2. Antifreeze proteins (AFPs)
AFPs are characterised by various polypeptide
chain length and amino acid composition. Three
groups of AFPs are distinguished:
123 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
2. Àíòèôðèçíûå ïðîòåèíû (ÀÔÏ)
АФП имеют разнообразную длину полипептид-
ной цепи и аминокислотный состав. Выделяют три
типа АФП:
2.1. Тип I. Богатые аланином α-спиральные бел-
ки с молекулярной массой 3–4 кДа, найденные впер-
вые у керчаков и камбал [3, 32 ]. В пределах этого
класса АФП принято выделять 2 подкласса: а –
белки, родственные АФП I зимней камбалы, кото-
рые содержат повторы из 11 аминокислотных остат-
ков, начинающиеся с треонина; б – белки, родствен-
ные АФП I керчаков. Они уникальны тем, что α-
спираль N-концевого участка прерывиста, а повто-
ров из 11 аминокислотных остатков, характерных для
других АФП I, у них меньше [31].
Практически все исследования были направлены
на изучение подкласса а. Это молекулы, состоящие
из 37 аминокислотных остатков, имеющие стержне-
видную форму и практически полностью α-спираль-
ные. Анализ аминокислотной последовательности
этих АФП показывает, что полярные остатки аспара-
гина и аргинина находятся в кластерах, разделенных
последовательностью из 5–7 неполярных остатков –
преимущественно аланинов [1]. Если предположить,
что молекула АФП полностью α-спиральна, рас-
стояние между полярными остатками треонина и
аспарагина или лизина в тетрапептидных кластерах
будет составлять 4,5Å. При этом боковые цепи по-
лярных остатков проецируются с одной стороны α-
спирали, а неполярных – с другой. Такая сегрегация
полярных и неполярных групп приводит к увеличению
амфифильности. Предполагалось, что образование
водородных связей между боковыми цепями поляр-
ных остатков (гидроксилов треонина) АФП и атома-
ми кислорода на поверхности зародышевых кристал-
лов льда может привести к их адсорбции вдоль оси
преимущественного роста. Однако замена аланинов
на другие аминокислоты приводит к потере анти-
фризной активности, тогда как замена на гидрофиль-
ной стороне такого эффекта не имеет [4]. Это свиде-
тельствует о взаимодействии со льдом консерватив-
ной аланиновой поверхности спирали и о важности
гидрофобных взаимодействий при связывании со
льдом [8, 35]. Лизины на гидрофильной стороне мо-
гут обеспечивать растворимость белка, а кэп-струк-
тура на N-конце, вероятно, помогает стабилизиро-
вать спираль. Эти предположения подтверждены и
более поздними исследованиями 50 мутантных бел-
ков подкласса а [31]. Установлено, что для термо-
гистерезисной активности необходимы следующие
условия: 1) высокое содержание аланиновых остат-
ков, обеспечивающее спиральную конформацию; 2)
гидрофобная поверхность, взаимодествующая с
поверхностью кристалла; 3) наличие заряженных
полярных аминокислотных остатков, ответственных
2.1. Type I. Rich of alanine α-helical proteins
with 3–4 kDa molecular mass, found first in sculpins
and flounders [3, 32]. Within this AFPs class one
emphasises 2 subclasses: a – proteins, related to
AFPs I of winter flounders, containing repeats from
11 aminoacid residues, starting from treonin; b –
proteins, related to sculpins AFPs I. They are unique
by a discontinuous α-helix of N-terminal site and
a less number of repeats from 11 aminoacid
residues, typical for other AFPs I [31].
Practically all trials were oriented to study the
subclass a. These are the molecules, consisting
of 37 aminoacid residues, with rod-like shape and
almost all α-helical ones. The analysis of aminoacid
sequence of these AFPs demonstrates polar resi-
dues of asparagine and arginine to be in clusters,
divided by the sequence of 5–7 non-polar residues:
mostly alanines [1]. If assuming the AFPs to be
completely helical, the distance between polar
residues of threonine and asparagine or lysine in
tetrapeptide clusters will be 4.5Å. At the same
time the lateral chains of polar residues are
projected to one side of α-helical and non-polar
ones to another. Such a segregation of polar and
non-polar groups results in amphiphility augmen-
tation. Formation of hydrogen bonds between lateral
chains of polar residues (threonine hydroxyls) of
AFPs and oxygen atoms on the surface of ice
embryonic crystals was assumed as capable to
results in their adsorption along the primary growth
axis. However the substitution of alanines for other
aminoacids results in a loss of antifreeze activity,
meanwhile the one on hydrophilic side has not such
an effect [4]. This testifies to the interaction of
conservative alanine helical surface with ice and
to the importance of hydrophobic interactions when
binding with ice [8, 35]. Lysines on a hydrophilic
side may provide the protein solubility, but the cap-
structure on N-terminal probably assists in a helical
stabilisation. These assumptions are confirmed by
later research in 50 mutant proteins of subclass a
[31]. The following conditions were established to
be necessary for thermohysteresis activity: 1) high
content of alanine residues, providing a helical
conformation; 2) hydrophobic surface, interacting
with crystal surface; 3) the presence of charged
polar aminoacid residues, responsible for solubility
and/or interaction with ice lattice; 4) minimum chain
length in 25 aminoacid residues.
The winter flounder AFPs I are bound with 12
faces of bipyramidal crystal, meanwhile the sculpin
AFPs I are done only with 6 ones [31]. Molecular
nature of differences in specific binding with ice
embryonic crystals of AFPs I subclasses a and b
has still remained unstudied, although there were
124 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
за растворимость и/или взаимодействие с решеткой
льда; 4) минимальная длина цепочки в 25 аминокис-
лотных остатков.
АФП I зимней камбалы связываются с 12 граня-
ми бипирамидального кристалла, тогда как АФП I
керчаков связываются только с 6 гранями [31].
Молекулярная природа различий в специфичности
связывания с зародышевыми кристаллами льда
АФП I подклассов а и б пока не исследована, хотя
обнаружены явные различия в структуре N-конце-
вого участка. Однако ясно, что все АФП I обладают
гидрофобной поверхностью, которая ориентирована
в направлении границы лёд/вода и необходима для
проявления антифризной активности [18].
2.2. Тип II. Богатые цистеином лектиноподобные
глобулярные белки атлантической волосатки (мор-
ской ворон), атлантической сельди и американской
корюшки [47]. АФП II демонстрируют термогистере-
зис 0,13°С; они связываются с бипирамидальными
кристаллами льда и способны ингибировать рекрис-
таллизацию [16, 71]. Предшественник АФП II воло-
сатки синтезируется в печени и состоит из 163 ами-
нокислот [15]. Далее он превращается в промежу-
точную форму из 146 аминокислот (16 кДа), которая
хранится в печени, а затем созревает в активный
АФП из 129 аминокислот (14 кДа) вскоре после
высвобождения в кровяное русло. Для ингибирования
роста льда для белков этого класса, выделенных из
тканей сельди и корюшки, необходимы ионы Са2+ в
качестве кофактора, тогда как аналогичный белок
волосатки способен связываться со льдом в отсут-
ствии Са2+, что подтверждается экспериментами по
сайт-направленному мутагенезу [47]. Даже обшир-
ные мутации в области Са2+-связывающего сайта
приводят лишь к 25%-й потере антифризной актив-
ности АФП II волосатки. Этот белок содержит
только 2 Са2+-связывающих сайта, в то время как
АФП II сельди и корюшки – 5 Са2+-связывающих
сайтов (как и молекула лектина). Исследования по
сайт-направленному мутагенезу АФП II сельди
показали, что связывающий лёд сайт содержит 2
треонина в положениях 96 и 98 и аспарагин с глутами-
ном в положениях 94 и 99 соответственно. Два
последних регулируют связывание Са2+ [46]. Именно
этот участок инициирует адсорбцию молекулы бел-
ка на призматической поверхности кристалла льда.
АФП II сельди специфичен в отношении Са2+, так
как при связывании других двухвалентных ионов
(Zn2+ и Ba2+) резко снижалась антифризная актив-
ность и изменялась морфология кристаллов льда
[17].
Третичная структура АФП II также сходна с
третичной структурой лектинов и содержит 2 α-
спирали, 2 β-складчатых слоя; значительная доля
аминокислот приходится на петли и повороты [63].
found out the distinct differences in the N-terminal
site structure. However it is evident, that the all
AFPs I possess a hydrophobic surface, oriented
towards ice/water boundary and necessary for
antifreeze activity manifestation [18].
2.2. Type II. Cysteine-rich lectin-like globular
protein of Atlantic big-mouthed sculpin (sea raven),
Atlantic herring and American smelt [47]. AFPs
II demonstrate thermohysteresis 0.13°C; they are
bound with bipyramidal ice crystals and capable
for recrystallisation inhibition [16, 71]. Big-mouthed
sculpin AFPs II precursor is synthesised in liver
and consists of 163 aminoacids [15]. Further it
transforms into an intermediate form, consisting
of 146 aminoacids (16 kDa), being stored in liver,
with following maturation in an active AFP of 129
amino-acids (14 kDa) just after releasing into a
blood channel. For ice growth inhibiting for this
class proteins, isolated from herring and smelt tissue,
the Ca2+ ions are necessary as a cofactor, mean-
while a similar protein of big-mouthed sculpin is
capable to bind with ice when Ca2+ is absent, that
is confirmed by the experiments on site-directed
mutagenensis [47]. Even numerous mutations in
Ca2+-binding site area result only in 25% loss of
antifreeze activity of big-mouthed sculpin’s AFPs
II. This protein contains only 2 Ca2+-binding sites,
meanwhile there are 5 ones in AFPs II of herring
and big-mouthed (as wells as in lectin molecule).
Studies on a site-directed mutagenesis of herring
AFPs II demonstrated a binding ice to comprise
2 threonines in 96 and 98 positions and asparagine
with glutamine in 94 and 99 ones, correspondingly.
Two latter ones regulate Ca2+ binding [46]. Namely
this site initiates adsorption of protein molecule
on a prismatic surface of ice crystal. Herring’s
AFP II is specific in respect of Ca2+, meanwhile
during binding of other bivalent ions (Zn2+ and Ba2+),
an antifreeze activity sharply decreased and ice
crystal morphology changed [17].
Tertiary structure of AFPs II is also similar
with that of lectin and comprises 2 α-helices, 2
β-sheets; a significant part of aminoacids falls on
loops and turns [63]. Tertiary structure is stabilised
with 5 disulphide bridges. AFP II of American
smelt Osmerus mordax is dimer, consisting of 2
separate subunits and comprising oligosaccharide,
which function has still remained unclear, because
of its not-being in dimerisation and no effect on
antifreeze activity and protease resistance [2].
Of interest is the fact, that AFPs II were iden-
tified in body fluids in Japanese smelt, being fresh-
water species from mid-latitudes [73]. This is a
first report about the AFPs presence in fresh-water
fish of moderate climate. This protein N-terminal
125ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
Третичная структура стабилизирована 5 дисуль-
фидными мостиками. АФП II американской корюшки
Osmerus mordax является димером, состоящим из
2-х отдельных субъединиц, и содержит олигосахарид,
функция которого пока не выяснена, т.к. он не прини-
мает участия в димеризации, не влияет на антифриз-
ную активность и устойчивость к протеазам [2].
Вызывает интерес то, что АФП II был идентифи-
цирован в жидкостях тела у японской корюшки, кото-
рая является пресноводным видом из средних широт
[73]. Это первое сообщение о наличии АФП у прес-
новодных рыб умеренного климата. N-концевая
аминокислотная последовательность этого белка на
75% гомологична АФП II сельди, молекулярная
масса 16,8 кДа. Ген, кодирующий АФП II японской
корюшки, состоит из 444 тысяч пар нуклеотидов и
на 85% идентичен гену АФП II сельди.
2.3. Тип III. Белки, обнаруженные у американской
бельдюги [66], содержат 3 основных и 5 минорных
компонентов. Это семейство кодируется более чем
40 генами, что гарантирует высокое содержание
АФП III в крови бельдюги [67]. Основные компонен-
ты RD1 и RD2 содержат 64 аминокислотных остатка
и имеют молекулярную массу 7 кДа. В RD1 обнару-
жен компактный глобулярный домен с 2 внутренними
тандемными участками [39]. Каждый участок име-
ет форму “кренделя” и включает 4 коротких β- тяжа
и 310-спираль. Он имеет внутреннюю полость, окру-
женную 8 консервативными неполярными амино-
кислотными остатками. RD3 состоит из 134 ами-
нокислотных остатков и имеет молекулярную массу
14 кДа [66]. В его структуре выделяют N-концевую
последовательность длиной 64 аминокислотных
остатка и С-концевую последовательность длиной
61 аминокислотный остаток. Эти участки соединены
линкерной последовательностью из 9 аминокислот-
ных остатков. N-концевая последовательность и
С-концевая последовательность гомологичны друг
другу и АФП III с молекулярной массой 7 кДа.
N-домен имеет глобулярную форму, содержащую 6
β-тяжей, 3 поворота III типа и несколько петель, кото-
рые стабилизируют плоскую поверхность на одной
из сторон домена, связывающуюся со льдом [50].
На этой поверхности расположено 5 атомов, которые
образуют водородные связи и комплементарно под-
ходят к 2 рядам атомов кислорода на призмати-
ческой поверхности кристалла [36]. Предполагают,
что АФП III связываются с призматической поверх-
ностью, закрывая при этом базальную поверхность.
Поверхность лёд-связывающего сайта необычно
плоская для такой небольшой белковой молекулы
[10]. В этом случае аминокислотные остатки долж-
ны быть очень плотно “упакованы”. Создано 6 му-
тантных форм белка, в которых консервативные
аланины из центра плоской поверхности были заме-
нены на более крупные остатки цистеина, треонина,
aminoacid sequence is 75% homologous of herring’s
AFPs II, 16.8 kDa molecular mass. The gene, co-
ding Japanese smelt’s AFPs II, consists of 444
thousand base pairs and is 85% identical to that
of herring’s ones.
2.3. Type III. Proteins, found in eel pout [66].
They comprise 3 main and 5 minor compo-nents.
This family is encoded by more than 40 genes,
providing a high AFP III content in eel pout’s blood
[67]. Main components RD1 and RD2 include 64
aminoacid residues and have 7 kDa molecular mass.
Compact globular domain with 2 internal tandem
sites was revealed in RD1 [39]. Each site is
“pretzel”-like folded and includes 4 short β-strands
and 310-helix. It has an internal cavity, surrounded
with 8 conservative non-polar aminoacid residues.
RD3 consists of 134 aminoacid residues and has
14 kDa molecular mass [66]. In its structure one
isolates the N- and C-terminal sequences with 64
and 61 aminoacid residue lengths, correspondingly.
These sites are bound with a linker sequence of 9
aminoacid residues. N- and C-terminal sequences
are homologous to each other and to 7 kDa AFPs
III. N-domain is of globular shape, containing 6
β-cords, 3 turns of type III and some loops,
stabilising a flat surface on one of the domain sides,
binding with ice [50]. On this surface there are 5
atoms, forming hydrogen bonds and complementary
going with 2 oxygen atom series on crystal prismatic
surface [36]. One believes, that AFPs III are bound
with prismatic surface, thereby shielding a basal
surface. The surface of ice-binding site is unusually
flat for such a small protein molecule [10]. In this
case the aminoacid residues should be very densely
“packed” [10]. There were created 6 mutant protein
forms, where conservative alanines from the center
of a flat surface were substituted for larger residues
of cysteine, threonine, methionine, arginine, histidine
and tyrosine. Alanine substitution in position 16
for histidine or tyrosine results in a practically
complete loss of antifreeze activity, due to a
probable masking/shielding by large residues of
aminoacid-“substituents” of glutamine in position
44, which is considered as ice-binding one. In
addition, a steric disorder in ice-binding site results
in a spatial change of residues’ tight package on
a flat surface. It is surprising, that one of the mutant
proteins partially preserved its antifreeze activity.
One believes this fact may be explained by AFPs
capability for an active site formation on ice surface,
which they are binding to. Linker sequence is
approximately 60° angled, that possibly enables to
orientate 2 ice-bound sites in N- and C-domains
in such a way that they can interact simultaneously
with crystal surface [50]. Ice-binding is considered
to occur in 2 stages: 1) surface “probing”, for which
126 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
метионина, аргинина, гистидина и тирозина. Замена
аланина в положении 16 на гистидин или тирозин
приводила к практически полной потере антифризной
активности, вероятно, за счет экранирования крупны-
ми остатками аминокислот-“заместителей” глута-
мина в положении 44, который, как считают, связы-
вается со льдом. Кроме того, стерическое наруше-
ние лёд-связывающего сайта ведет к пространст-
венному изменению тесной упаковки остатков на
плоской поверхности. Удивительно, что один из му-
тантных белков частично сохранял антифризную
активность. Предполагают, что это может объяс-
няться способностью АФП активно формировать
сайт на поверхности льда, с которым они связы-
ваются. Линкерная последовательность изогнута под
углом приблизительно 60°, что, возможно, позволяет
ориентировать 2 связывающихся со льдом сайта в
N- и С-доменах таким образом, что они могут одно-
временно взаимодействовать с поверхностью крис-
талла [50]. Считают, что связывание со льдом проис-
ходит в 2 этапа: 1) “прощупывание” поверхности, за
которое ответственны участки цепи, образующие
водородные связи; 2) установление Ван-дер-Вааль-
совских взаимодействий между остальными амино-
кислотными остатками связывающегося со льдом
сайта и кристаллом, что увеличивает силу связи
белок-лёд [24]. Однако позднее были получены
результаты, доказывающие, что активность RD3 не
зависит от линкерной последовательности [33]. Был
создан белок с модифицированным линкером, харак-
теристики которого существенно отличались от
оригинального линкера. Новый линкер обладал гораз-
до большей подвижностью и вследствие этого оба
домена двигались независимо друг от друга. Тем
не менее термогистерезисная активность белка ос-
тавалась на прежнем уровне.
Синтезированы также искусственные мультиме-
ры АФП III [53]. Термогистерезис возрастает про-
порционально размеру мультимеров: чем больше
мультимеры, тем при меньшей концентрации прояв-
ляется их максимальная активность. При этом каж-
дый мультимер придает кристаллу льда уникальную
форму, которая похожа, но не идентична изначальной
бипирамидальной форме.
В зависимости от концентрации АФП III могут
взаимодействовать либо с чужеродными частицами,
либо с зародышевыми кристаллами льда [13].
2.4. Гиперактивный АФП. Его молекулярная
масса 16,7 кДа, он выделен из плазмы крови кам-
балы [48]. Известные АФП не могут обеспечить
нужную степень и стабильность переохлаждения в
ледяной воде. Новый белок стабилен при низкой
температуре и необратимо денатурирует при ком-
натной, что, возможно, и мешало его более ранней
идентификации. Этот белок, как и АФП I, почти пол-
ностью α-спирален, имеет вытянутую форму и бо-
responsible are the chain sites, forming hydrogen
bond and 2) establishment of van der Waals
interactions between the rest aminoacid residues
of ice-binding site and crystal, that increases strength
of protein-ice bond [24]. However, later there were
obtained the results, proving RD3 activity as
independent on linker sequence [33]. Protein with
a modified linker, the characteristics of which were
significantly different from an original linker, has
been designed. New linker had much higher motility,
due to that both domains moved indepen-dently
on each other. However a thermohysteresis activity
of protein remained at a previous level.
Artificial multimers of AFPs III were synthesized
as well [53]. Thermohysteresis increases propor-
tionally to multimer size: the bigger multimers are,
the lower is concentration, when their maximal
activity manifests. At the same time each multimer
forms an ice crystal into an unique shape, looks
like an initial bipyramidal one, but not identical.
Depending on concentration the AFPs III may
interact either with dust particles or embryonic ice
crystals [13].
2.4. Hyperactive AFP. Its molecular mass is
16.7 kDa and it is isolated from flounder’s blood
plasm [48]. The known AFPs can not provide a
proper degree and stability of overcooling in ice
water. New protein is stable at a low temperature
and irreversibly denatures at a room one, that,
possibly, complicated its earlier identification. This
protein as well as AFP I is almost completely
α-helix, is elongated and alanine makes more than
60% of aminoacid residues in it. However in
contrast to AFPs I (which molecular mass is 3-4
kDa) it is much bigger and forms dimer [29]. Its
thermohysteresis activity is equal to that of insect
AFPs.
II. Insect proteins
Insect proteins are much more active compared
to fish and plant AFPs, which are characterised
below. Thermohysteresis value for AFPs from
Tenebrio molitor beetle hemolymph is 2.5°C at
1 mg/ml concentration, meanwhile thermohysteresis
of most fish AFPs does not exceed 1.5°C at 10–
20 mg/ml concentration [44]. So, insect AFPs may
be also referred to hyperactive ones.
AFPs concentration may considerably vary in
the same species. For example, Cucujus clavipes
beetles from North Carolina in winter have much
lower AFPs concentration compared to represen-
tatives of the same species from Alaska due to a
sharp dehydration of insect’s tissues, but not a rise
in AFPs absolute number [6].
Thermohysteresis effect was first found out in
the yellow mealworm T. molitor. AFPs of T. molitor
127 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
лее 60% аминокислотных остатков в нем составляет
аланин. Но в отличие от АФП I (молекулярная масса
которых 3–4 кДа) он гораздо больше и формирует
димер [29]. Его термогистерезисная активность
сравнима с таковой АФП насекомых.
II. Áåëêè íàñåêîìûõ
АФП насекомых значительно более активны по
сравнению с АФП рыб и растений, характеристика
которых приведена ниже. Величина термогистере-
зиса для АФП из гемолимфы большого мучного
хрущака Tenebrio molitor составляет 2,5°С при
концентрации 1 мг/мл, тогда как термогистерезис
большинства АФП рыб не превышает 1,5°С при
концентрации 10–20 мг/мл [44]. Таким образом, АФП
насекомых также можно отнести к гиперактивным.
У одного и того же вида может значительно
варьировать концентрация АФП. Например, жуки
Cucujus clavipes из Северной Каролины зимой име-
ют гораздо более низкие концентрации АФП по
сравнению с представителями того же вида из Аляс-
ки за счет резкой дегидратации тканей насекомых,
но не увеличения абсолютного количества АФП [6].
Впервые эффект термогистерезиса был обнару-
жен у T. molitor. АФП T. molitor содержат меньшее
число остатков гидрофобных аминокислот по срав-
нению с антифризами рыб, что может иметь важное
биологическое значение. В соответствии с теорией
Zettlemoyer [76] одиночные гидрофильные сайты,
расположенные в обширном гидрофобном матриксе,
служат как инициаторы нуклеации, поэтому при
достаточно низких температурах АФП могли бы
действовать как нуклеирующие агенты. Рыбы не
обитают в воде при температуре ниже точки замер-
зания морской воды (–1,9°С), так что для них это
не играет роли. Относительно насекомых ситуация
совершенно иная. В этом случае АФП сыграли бы
скорее пагубную роль, чем защитную. Поэтому
меньшая гидрофобность белков T. molitor может
иметь существенное значение.
У T. molitor обнаружено 11 АФП [54]. Один из
представителей этого семейства чрезвычайно ак-
тивный АФП с молекулярной массой 8,5 кДа [44].
Он богат треонином и содержит 16 остатков цистеи-
на, которые все вовлечены в образование дисульфид-
ных мостиков. Методами ЯМР и КД установлено,
что этот белок имеет третичную структуру в виде
β-спирали на основе повторов из 12 аминокислотных
остатков. Треониновые и цистеиновые остатки, орга-
низованные в повторяющийся мотив треонин-цис-
теин-треонин, образуют участок плоского β-склад-
чатого слоя. Благодаря расположению треонинов,
расстояние между группами ОН в этом локусе
идеально соответствует пространственной решетке
льда. Поэтому логично предположить, что именно
он ответственен за связывание со льдом. Это
contain less number of hydrophobic aminoacid
residues compared to fish antifreezes, that may
be of great importance for biology. According to
the theory of Zettlemoyer [76] the single hydrophilic
sites, located in a wide hydrophobic matrix serve
as nucleation initiators, therefore AFPs might act
as nucleating agents under quite low temperatures.
Fish species do not live in water at the temperature
lower than freezing point for see water (–1.9°C),
so this has no importance for them. As for insects
the situation is quite different. In this case AFPs
might play rather harmful role, than a protective
one. Therefore a lower hydrophobicity of T. molitor
proteins may be essential.
In T. molitor there were revealed 11 AFPs [54].
One of this family representatives is extremely
active AFP with 8.5 kDa molecular mass [44]. It
is rich of threonine and comprises 16 cysteine
residues, involved into disulphide bridge formation.
Using the NMR and CD methods the authors
established this protein as having a β-helical tertiary
structure, based on 12 aminoacid residual repeats.
Threonine and cysteine residues, organised in the
threonine-cysteine-threonine repeating motif, form
a flat β-sheet site. Due to threonine location the
distance between HO groups in this locus ideally
corresponds to a spatial ice lattice. Therefore of
logic is to assume it to be responsible for ice-bin-
ding. This is confirmed by the data, that steric
changes in this site result in a loss of antifreeze
activity [49].
Purified AFP from spruce bud worm Choris-
toneura fumiferana has 9 kDa mass and re-
presents a β-helix with 15 aminoacid residues per
turn [25, 27]. β-helices have cross sections and
form parallel β-layers: the chain architecture, not
met in fish. The ice-binding side comprises 9 threo-
nines, organised in a repeating motif, being comple-
mentary to ice lattice on both prismatic and basal
surfaces. Binding of such an AFP with both surfaces
may explain an extremely high activity of insect
AFPs.
In Dendroides canadensis beetle larvae there
were identified 12 AFPs, 4 of them are in hemo-
lymph, the rest ones are localised in epithelial cells,
fat body and midgut [14, 68]. The efficiency of
AFPs functioning depends on their interaction, that
resembles a cooperative functioning of fish antifree-
zes. Research in this family representatives demon-
strated glycerol as increasing AFP activity, by stimu-
lating interaction between AFP molecules, because
under glycerol adding into the solution, containing
only one AFPs type, no effect was obtained.
AFPs with 6.5 and 15.7 kDa molecular mass,
rich with glycine, making 45% residues, have been
revealed in snow flea [28]. Lesser AFP consists
128 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
подтверждается данными о том, что стерические
изменения в этом участке ведут к потере антифриз-
ной активности [49].
Очищенный АФП из гусеницы листовертки-поч-
коеда елового Choristoneura fumiferana имеет
массу 9 кДа и представляет собой β-спираль с 15
аминокислотными остатками на виток [25, 27]. β-
спирали имеют поперечные секции и формируют
параллельные β-слои – форма укладки, не встречаю-
щаяся у рыб. Сторона, связывающаяся со льдом,
содержит 9 треонинов, которые организованы в пов-
торяющийся мотив, комплементарный решетке
льда, на призматической и базальной поверхностях.
Связывание такого АФП с обеими поверхностями
может объяснить чрезвычайно высокую активность
АФП насекомых.
У личинок жука Dendroides сanadensis иденти-
фицировано 13 АФП, 4 из них находятся в гемолимфе,
а остальные локализуются в клетках эпителия, жиро-
вом теле и среднем кишечнике [14, 68]. Эффек-
тивность функционирования АФП зависит от их
взаимодействия друг с другом, что напоминает о
кооперативном функционировании антифризов рыб.
Исследования на представителях этого семейства
показали, что глицерол повышает активность АФП,
стимулируя взаимодействия между молекулами
АФП, так как при добавлении глицерола в раствор,
содержащий только один вид АФП, никакого эффекта
получено не было.
У снежной блохи обнаружены АФП с молекуляр-
ной массой 6,5 и 15,7 кДа, богатые глицином, который
составляет 45% остатков [28]. Меньший АФП сос-
тоит из трипептидных повторов, первым аминокис-
лотным остатком в которых обязательно является
глицин. Эта особенность отличает эти белки от
других АФП насекомых, предполагая независимую
эволюцию адаптаций. Согласно предложенной мо-
дели [42] полипептидная цепочка, состоящая из 81
аминокислотного остатка, образует 6 коротких поли-
пролиновых спиралей II типа, соединенных поворо-
тами, также содержащими пролин. Эта структура
формирует 2 слоя, каждый из 3-х спиральных участ-
ков ориентирован антипараллельно. Центральные
спирали содержат глицин. Структура стабилизиро-
вана дисульфидными мостиками. Такая белковая
молекула является амфипатичной, что характерно
для АФП в целом, и, предположительно, связы-
вается со льдом своей гидрофобной поверхностью.
III. Áåëêè íåìàòîä
У антарктической нематоды Panagrolaimus da-
vidi обнаружен белок с ингибирующей рекристалли-
зацию активностью, но не вызывающий термогисте-
резис [69]. Такие белки обнаруживают у устойчивых
к замерзанию организмов. Этот белок может быть
of tripeptide repeats, where glycine is obligatory
the first aminoacid residue. This peculiarity distin-
guishes these proteins among other insect AFPs,
suggesting an independent evolution of adaptations.
According to the proposed model [42] a polypeptide
chain, consisting of 81 aminoacid residues, forms
6 short polyproline helices of II type, bound by
proline-containing turns as well. This structure
forms 2 layers, each of 3-helical sites is oriented
in antiparallel way. Central helices contain glycine.
Structure is stabilised by disulphide bridges. Such
a protein molecule is amphipatic, that is integrally
typical for AFPs and presumably bound with ice
by its hydrophobic surface.
III. Nematode proteins
Protein with recrystallisation inhibiting activity,
but not causing thermohysteresis, was found out
in Antarctic nematode Panagrolaimus davidi [69].
Such proteins were revealed in freezing-resistant
organisms. This protein may be especially important
in case of intracellular crystallisation, that may be
survived by nematodes, because of its capability
for ice stability control after its formation. Expe-
rimental thermograms demonstrate no thermic chan-
ges after freezing peak up to the moment of thaw-
ing [70].
IV. Plant proteins
1. Higher plant AFPs
AFP with 36 kDa molecular mass of carrot
Daucus carota, isolated from root apoplast, is cha-
racterised by a high inhibiting activity in respect
of recrystallisation and thermohysteresis activity
[62]. This protein in solution is monomer and com-
prises a hydrocarbon part on N-terminal.
The AFP primary structure from Lolium peren-
ne rye grass has been established [41]. This protein
has a powerful inhibitor activity towards recrystal-
lisation as well, but thereby being characterised
with relatively low thermohysteresis values. This
protein consists of 118 aminoacid residues and even
if comprising a hydrocarbon part, the study of
glycosylated and non-glycosylated forms testifies
to the fact, that namely polypeptide backbone is
bound with crystal. Theoretic model assumes the
presence of domain with β-turns and 8 loops,
containing of 14–15 aminoacids. Such a folding is
provided by a conservative valine nucleus and inter-
nal asparagine ladder on both terminals of β-turn.
Plant AFP is suggested to have 2 sites of ice-
binding, located opposite to one another. They are
complementary to ice prismatic surface. Such a
location of 2 ice-binding sites explains low values
of thermohysteresis and a high inhibiting activity
129 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
особенно важен в случае внутриклеточной кристал-
лизации, которую способны переживать нематоды,
так как он может контролировать стабильность льда
после его формирования. Экспериментальные тер-
мограммы показывают, что после пика замерзания
не наблюдалось никаких термических изменений
вплоть до момента оттаивания [70].
IV. Áåëêè ðàñòåíèé
1. ÀÔÏ âûñøèõ ðàñòåíèé
АФП с молекулярной массой 36 кДа моркови
Daucus carota, выделенный из апопласта корней,
характеризуется высокой ингибирующей активнос-
тью в отношении рекристаллизации и термогисте-
резисной активностью [62]. Этот белок в растворе
представляет собой мономер и содержит углевод-
ную часть на N-конце.
Установлена первичная структура АФП из плеве-
ла Lolium perenne [41]. Этот белок также обладает
мощной ингибиторной активностью в отношении
рекристаллизации, но при этом характеризуется
относительно низкими значениями термогистере-
зиса. Данный белок состоит из 118 аминокислотных
остатков и хотя содержит углеводную часть, иссле-
дование гликозилированных и негликозилированных
форм свидетельствует о том, что с кристаллом
связывается полипептидный остов. Теоретическая
модель предполагает наличие домена с β-витками
и 8 петлями, состоящими из 14–15 аминокислот.
Такое сворачивание обеспечивается консерватив-
ным валиновым ядром и внутренними аспарагино-
выми лесенками на обоих концах β-витка. Предпола-
гается, что растительный АФП имеет 2 сайта связы-
вания со льдом, расположенных напротив друг дру-
га. Они комплементарны призматической поверх-
ности льда. Такое расположение 2-х связывающих
лёд сайтов объясняет небольшое значение термо-
гистерезиса и высокую ингибирующую активность
процессов рекристаллизации льда при сравнении с
АФП рыб и насекомых. Подтверждено, что АФП
растений имеют множественные гидрофильные
домены, связывающие лед [19, 30].
Известно, что АФП растений имеют также дру-
гую функцию: это внеклеточные белки, принимаю-
щие участие в ответе растений на инфекцию. Такие
белки называют глюканазами и они ингибируют
ферменты патогенов, разрушающие стенки расти-
тельных клеток [37]. Для них характерны богатые
лейцином повторы [75]. Заряженные аминокислот-
ные остатки в лёд-связывающем сайте глюконаз
озимой ржи Secale cereale высоко консервативны,
при этом глюконаза из неакклимированной ржи со-
держала лишь один заряженный остаток аминокис-
лоты в этом сайте [72]. АФП ржи формируют олиго-
мерные комплексы, которые резко увеличивают их
антифризную активность [74], возможно, за счет
of ice recrystallisation processes compared to fish
and insect AFPs. Plant AFPs are proved to have
the numerous hydrophilic ice-binding domains [19,
30].
Plant AFPs are known to have another function:
these are extracellular proteins, participating in plant
response to infection. Such proteins are called glu-
conases, they inhibit pathogen enzymes, destroying
plant cell walls [37]. They are characterised by
lecithin-rich repeats [75]. Charged aminoacid resi-
dues in ice-binding site of gluconase of winter rye
Secale cereale are highly conservative, never-
theless the gluconase from unacclimatised rye con-
tained only one charged aminoacid residue in this
site [72]. Rye AFPs form oligomer complexes,
sharply increasing their antifreeze activity [74],
possibly, due to more extended ice-interacting
surfaces. In wheat Triticum aestivum there were
found out 2 genes, encoding untypical for plant
AFPs [64]. In contrast to the known AFPs, they
have a N-terminal site, homologous to lecithin-rich
repeating areas of protein kinase receptor domain
and C-terminal site, homologous to a domain, binding
ice of some AFPs.
2. Algae proteins
Antarctic sea diatom algae produce into
environment the compounds, capable for ice-binding
[58]. These compounds inhibit recrystallisation and
“freeze into” ice lattice during freezing.
V. Mould proteins
In 3 species of snow mold Coprinus psychro-
morbidus, Myriosclerotinia borealis and Typhula
incarnata there was found out a small protein,
homologous to flounder AFPs [52]. It has an
antifreeze activity and may be bound with mem-
branes. Possibly, it possesses an additional protective
function towards membranes, besides an antifreeze
one, that suggests the presence of interaction
mechanism with membranes, distinct from that of
embryonic ice crystal binding.
VI. Bacterial proteins
AFP with a high activity was found out in
Antarctic bacteria Marinomonas primoryensis
[23]. For antifreeze activity manifestation this
protein needs Ca2+; its activity is of cooperative
character. It may reduce freezing temperature by
2°C in 0.5 mg/ml concentration, therefore it may
be referred to hyperactive ones. However, in
contrast to the standard AFPs there is no evidence
of this protein binding with ice crystal surface within
a thermohysteresis interval. It is extremely big:
more than 1 MDa. Proposed model of this protein
tertiary structure suggests the β-helix, one side of
130 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
более обширных поверхностей, взаимодействующих
со льдом. У пшеницы Triticum aestivum обнаружили
2 гена, которые кодируют необычные для растений
АФП [64]. В отличие от уже известных АФП, они
имеют N-концевой участок, гомологичный лейцин-
богатым повторяющимся областям рецепторного
домена протеинкиназ и С-концевой участок, который
гомологичен домену, связывающему лед некоторых
АФП.
2. Áåëêè âîäîðîñëåé
Антарктические морские диатомовые водоросли
также продуцируют во внешнюю среду соединения,
способные связываться со льдом [58] . Эти соедине-
ния ингибируют рекристаллизацию, а при заморажи-
вании “вмерзают” в решетку льда.
V. Áåëêè ïëåñíåâûõ ãðèáîâ
У 3-х видов снежной плесени Coprinus psychro-
morbidus, Myriosclerotinia borealis и Typhula incar-
nata обнаружен небольшой белок, гомологичный
АФП камбалы [52]. Он обладает антифризной актив-
ностью и способен связываться с мембранами.
Возможно, он имеет дополнительную защитную
функцию по отношению к мембранам, помимо анти-
фризной, что предполагает наличие механизма взаи-
модействия с мембранами, отличного от механизма
связывания с зародышевыми кристаллами льда.
VI. Áåëêè áàêòåðèé
АФП с высокой активностью был найден у ан-
тарктической бактерии Marinomonas primoryensis
[23]. Для проявления антифризной активности этому
белку необходим Са2+; активность его имеет коопе-
ративный характер. Он способен снижать темпера-
туру замерзания на 2°С в концентрации 0,5 мг/мл и,
следовательно, его можно отнести к гиперактивным.
Однако в отличие от классических АФП не сущест-
вует доказательств связывания данного белка с
поверхностью кристаллов льда в термогистерезис-
ном промежутке. Он необычайно велик – более
1 МДа. Предложенная модель третичной структуры
этого белка предполагает β-спираль, одна сторона
которой связывает ионы Са2+, расположенные в один
ряд, а другая – содержит гидрофобные остатки
аминокислот [22]. Рядом с Са2+-связывающим
участком находится связывающаяся со льдом по-
верхность, которая состоит из параллельных повто-
ров остатков треонина и аспарагина. Следует отме-
тить, что это первый из бактериальных АФП, охарак-
теризованный достаточно детально, и один из пяти
гиперактивных АФП, идентифицированных на дан-
ный момент.
Во внутриклеточном пространстве антарктичес-
кой бактерии Flavobacterium xanthum был также
выявлен белок с термогистерезисной и антирекрис-
which binds Ca2+ ions placed in a row, but another
contains the hydrophobic aminoacid residues [22].
Close to Ca2+-binding site there is an ice-bound
surface, consisting of parallel repeats of threonine
and asparagine residues. Of note is the fact, that
it is the first among bacterial AFPs, characterised
in sufficient detail, and one of five hyperactive
AFPs, presently identified.
Protein with thermohysteresis and anti-recrys-
tallisation activity with 59 kDa molecular mass was
also revealed in intracellular space of Antarctic
bacteria Flavobacterium xanthum [38]. Antarctic
sea bacteria Colwellia produces an extracellular
protein with 25 kDa molecular mass, demonstrating
the affinity with ace crystals. This protein consists
of 253 aminoacid residues, its primary structure
is homologous to the similar proteins from snow
mold and diatom algae [56, 58]. This protein
function is unknown in an extracellular space, but
one suggests it to be the recrystallisation inhibitor
in protecting bacterial membranes in a frozen state.
In addition, the gene, encoding an unusual protein,
manifesting both nucleating and antifreeze activities,
has been identified in rhizobacteria Pseudomonas
putida [51]. This unusual protein is not investigated
yet and has no place in protein classification,
controlling ice crystal growth.
At initial stage of AFPs and AFGPs studying
they were believed as quite a homogenous group
of compounds of protein nature in spite of different
origins. However with widening and deepening
knowledge about biological antifreezes, the repre-
sentatives of this group were established to have
few number of common features. AFPs differ
greatly in primary and secondary structures, efficient
concentrations and ice crystal surfaces, to which
they are bound. The question arises which should
be the features to unite these proteins in one
functional family. Or such a generalisation is
artificial and caused by lack of our knowledge?
For this purpose it is necessary to cite the features,
by which these proteins are distinguished into a
separate class [1, 9].
1. Biological antifreezes reduce freezing tempe-
rature in a non-colligative way, i. e. the dependency
function of freezing temperature decrease of their
solutions on concentrations is not direct, but similar
to hyperbole with the plateau in AFP high concen-
tration range, testifying the saturation effect. At
the same time the AFPs reduce the freezing tem-
perature of solutions in some hundreds times more
efficiently, than other comparably sized macro-
molecules. When decreasing freezing temperature
the antifreezes do not practically affect their melting
temperature, as a consequence no balance between
solid and liquid phases of antifreeze systems was
131 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
таллизационной активностью, имеющий молекуляр-
ную массу 59 кДа [38]. Антарктическая морская
бактерия Colwellia продуцирует внеклеточный бе-
лок с молекулярной массой 25 кДа, который обнару-
живает сродство к кристаллам льда. Данный белок
состоит из 253 аминокислотных остатков, его пер-
вичная структура гомологична аналогичным белкам
из снежной плесени и диатомовых водорослей [56,
58]. Функция этого белка во внеклеточном прост-
ранстве не известна, однако предполагают, что он
может быть ингибитором рекристаллизации, защи-
щая мембраны бактерий в замороженном состоя-
нии.
Кроме того, у ризобактерии Pseudomonas putida
был идентифицирован ген, который кодирует нео-
бычный белок, проявляющий нуклеирующую и анти-
фризную активность [51]. Этот необычный белок
не исследован и не имеет своего места в классифика-
ции белков, контролирующих рост кристаллов льда.
На начальном этапе изучения АФП и АФГП
существовало мнение, что они, несмотря на различ-
ное происхождение, являются достаточно однород-
ной группой соединений белковой природы. Однако
по мере расширения и углубления знаний о биологи-
ческих антифризах установлено, что у представи-
телей этой группы мало общих признаков. АФП
очень сильно отличаются по первичной и вторичной
структуре, эффективным концентрациям и поверх-
ностям кристаллов льда, с которыми они связы-
ваются. Возникает вопрос, по каким признакам мож-
но объединить данные белки в одно функциональное
семейство. Или такое объединение искусственное
и вызвано недостатком наших знаний? Для этого
необходимо привести те признаки, по которым эти
белки были выделены в отдельный класс [1, 9].
1. Биологические антифризы понижают темпе-
ратуру замерзания неколлигативно, т. е. функция
зависимости снижения температуры замерзания их
растворов от их концентрации не прямая, а подобна
гиперболе с плато в области высоких концентраций
АФП, что свидетельствует об эффекте насыщения.
При этом АФП понижают температуру замерзания
растворов в несколько сотен раз эффективнее, чем
другие макромолекулы сопоставимых размеров.
Понижая температуру замерзания, антифризы прак-
тически не влияют на температуру плавления, вслед-
ствие чего равновесие между твердой и жидкой
фазами антифризных систем отсутствует. Это выра-
жено кривой температурного гистерезиса. Этот
пункт приходится пересматривать, поскольку обна-
ружены белки c чрезвычайно низкими значениями
термогистерезиса [34, 55]. Их защитная роль, как
считают, заключается в антирекристаллизационной
активности. Остается открытым вопрос о выделении
этой группы белков в отдельное функциональное
семейство.
present. This is shown by temperature hysteresis
curve. This item has to be revised, since proteins
with extremely low hysteresis values were found
out [34, 55]. Their protective role is believed to
consist in anti-recrystallisation activity. The question
about distinguishing this group of proteins in a
separate functional family is still open.
2. In contrast to usual colligative depressants,
AFP molecules are not concentrated in a liquid
phase during solution freezing, they are uniformly
spread between solid and liquid phases, i. e. partially
“freeze” together with water, AFP molecules do
not introduce into ice structure, but adsorbed on
ice seed crystal surface as a monolayer. This is
testified by the plateau in dependency curve of
AFGPs activity on a concentration. Generally, these
notions did not undergo principal changes [1].
3. AFPs and AFGPs were previously believed
to bind with prismatic planes of embryonic crystals.
However, these notions should be revised, since
some of AFPs are known as capable for binding
with basal surfaces [59].
What is common between different AFPs besides
a non-colligative character of their activity depen-
dency on concentration? Location of AFPs mole-
cules as a monolayer on a surface of embryonic
crystals is provided by the complementarity bet-
ween a spatial structure of AFPs and AFGPs (what
different it could be) and ice lattice in embryonic
crystals, which area in biological systems may vary
within 2×104–1×106Å2 limits [26]. Consequently,
functional groups of AFPs active center, responsible
for ice-binding, “mimic” crystal structure, therefore
namely they, but not free water molecules, receive
the possibility of a preferential crystal-binding,
thereby blocking its following growth [45]. Appa-
rently, this capability is universal characteristics,
uniting various AFPs into a general functional family.
However the data about AFPs, having two efficient
concentrations: for homogenous nucleation, when
binding with embryonic crystals occurs, and hetero-
geneous one, where AFPs are bound with dust
particles, are in prospect to be included into this
hypothesis [13]. The results, obtained by Du et al.
exclude a fundamental contradiction on this question,
since AFPs adsorption on a surface of alien particles
disorders a structural conformity between this
surface and nucleating ice, i. e. in this case it means
a spatial complementarity between a structure of
protein molecule and the surface, which this mole-
cule interacts to.
Conclusions
Thus, a new information about amazing pro-
perties of these substances appears. Their clas-
sification is not perfect. Many questions about the
132 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
2. В отличие от обычных коллигативных депрес-
сантов, молекулы АФП не концентрируются в жид-
кой фазе при замерзании растворов, они равномерно
распределяются между твердой и жидкой фазами,
т. е. частично “замерзают” вместе с водой, моле-
кулы АФП не внедряются в структуру льда, а адсор-
бируются на поверхности зародышевых кристаллов
льда в виде монослоя. Об этом свидетельствует
плато в кривой зависимости активности АФГП от
концентрации. В целом данные представления не
претерпели кардинальных изменений [1].
3. Ранее полагали, что АФП и АФГП связы-
ваются с призматическими гранями зародышевых
кристаллов. Однако эти представления необходимо
пересмотреть, так как известно, что некоторые АФП
способны связываться с базальными поверхнос-
тями [59].
Что же общего между различными АФП, кроме
неколлигативного характера зависимости их актив-
ности от концентрации? Расположение молекул
АФП в виде монослоя на поверхности зародышевых
кристаллов обеспечивается комплементарностью
между пространственной структурой АФП и АФГП
(какой бы различной она ни была) и решеткой льда
в зародышевых кристаллах, площадь которых в
биологических системах может колебаться в преде-
лах 2×104–1×106Å2 [26]. Следовательно, функцио-
нальные группы активного центра АФП, отвечающие
за связывание с кристаллом, “мимикрируют” струк-
туру кристалла и поэтому именно они, а не свобод-
ные молекулы воды, получают возможность преи-
мущественного связывания с кристаллом, тем са-
мым блокируя его дальнейший рост [45]. По-види-
мому, эта способность является универсальной
характеристикой, объединяющей разнообразные
АФП в общее функциональное семейство. Однако
в эту гипотезу предстоит включить данные об АФП,
имеющих две эффективные концентрации: для нук-
леации гомогенной, когда происходит связывание с
зародышевыми кристаллами, и гетерогенной, когда
АФП связываются с чужеродными частицами [13].
Результаты, полученные Du et al., исключают прин-
ципиальные противоречия по данному вопросу, пос-
кольку адсорбция АФП на поверхности чужеродных
частиц нарушает структурное соответствие между
этой поверхностью и зарождающимся льдом, т. е.
и в этом случае речь идет о пространственной комп-
лементарности между структурой белковой молеку-
лы и поверхностью, с которой эта молекула взаимо-
действует.
Âûâîäû
Таким образом, поступает новая информация об
удивительных свойствах этих веществ. Их класси-
фикация далека от совершенства. Остаются также
открытыми многие вопросы о механизмах их дейст-
mechanisms of their action have remained still open
as well. In next report we will try to summarise
the data about origin, regulation and stability of
AFPs, as well as perspectives of their application
in various fields.
References
Avanov A.L. Biological antifreezes and mechanism of
their activity // Molekularnaya biologiya.– 1990.– Vol. 24,
N3.– P. 581–597.
Achenbach J.C., Ewart K.V. Structural and functional charac–
terization of a C–type lectin–like antifreeze protein from
rainbow smelt (Osmerus mordax) // Eur. J. Biochem.– 2002.–
Vol. 269, N4.– P. 1219–1226.
Ananthanarayanan V.S., Hew C.L. Structural studies on the
freezing–point–depressing protein of the winter flounder
Pseudopleuronectes americanus // Biochem. Biophys. Res.
Commun.– 1977.– Vol. 74, N2.– P. 685–689.
Baardsnes J., Jelokhani-Niaraki M., Kondejewski L.H. et al.
Antifreeze protein from shorthorn sculpin: identification of
the ice–binding surface // Protein. Sci.– 2001.– Vol. 10, N12.–
P. 2566–2576.
Barrett J. Thermal hysteresis proteins // Int. J. Biochem. Cell
Biol.– 2001.– Vol. 33, Issue 2.– P. 105–117.
Bennett V.A., Sformo T., Walters K. et al. Comparative
overwintering physiology of Alaska and Indiana populations
of the beetle Cucujus clavipes (Fabricius): roles of anti-
freeze proteins, polyols, dehydration and diapause // J. Exp.
Biol.– 2005.– Vol. 208, Pt. 23.– P. 4467–4477.
Bouvet V.R., Lorello G.R., Ben R.N. Aggregation of antifreeze
glycoprotein fraction 8 and its effect on antifreeze activity //
Biomacromolecules.– 2006.– Vol. 7, N2.– P. 565–571.
Davies P.L., Baardsnes J., Kuiper M.J. et al. Structure and
function of antifreeze proteins // Philos. Trans. R. Soc. Lond.
B. Biol. Sci.– 2002.– Vol. 357, N1423.– P. 927–935.
Davies P.L., Hew C.L. Biochemistry of fish antifreeze pro-
teins // FASEB J.– 1990.– Vol. 4.– P. 2460–2468.
DeLuca C.I., Davies P.L., Ye Q. et al. The effects of steric
mutations on the structure of type III antifreeze protein and its
interaction with ice // J. Mol. Biol.– 1998.– Vol. 275, N3.–
P. 515–525.
DeVries A.L., Komatsu S.K., Feeney R.E. Chemical and
physical properties of freezing point-depressing glycopro-
teins from Antarctic fishes // J. Biol. Chem.– 1970.– Vol. 245,
N11.– P. 2901–2908.
DeVries A.L., Vandenheede J., Feeney R.E. Primary structure
of freezing point–depressing glycoproteins // J. Biol. Chem.–
1971.– Vol. 246, N2.– P. 305–308.
Du N., Liu Y.X., Hew C.L. Ice nucleation inhibition: mechanism
of antifreeze by antifreeze protein // J. Biol. Chem.– 2003.–
Vol. 278, N38.– P. 36000–36004.
Duman J.G., Verleye D., Li N. Site-specific forms of anti-
freeze protein in the beetle Dendroides canadensis // J. Comp.
Physiol. [B].– 2002.– Vol. 172, N6.– P. 547–552.
Duncker B.P., Gauthier S.Y., Davies P.L. Evidence for a
proprotein intermediate during maturation of type II antifreeze
protein in sea raven, Hemitripterus americanus // Biochim.
Biophys. Acta.– 1996.– Vol. 1292, N2.– P. 312–316.
Duncker B.P., Hermans J.A., Davies P.L. et al. Expression of
a cystine–rich fish antifreeze in transgenic Drosophila mela-
nogaster // Transgenic Res.– 1996.– Vol. 5, N1.– P. 49–55.
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
133 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
вия. В следующем сообщении мы попытаемся
обобщить данные о происхождении, регуляции и ста-
бильности АФП, а также о перспективах их приме-
нения в различных областях.
Литература
Аванов А. Л. Биологические антифризы и механизм их
активности // Молекулярная биология.– 1990.– Т. 24, №3.–
С. 581–597.
Achenbach J.C., Ewart K.V. Structural and functional charac–
terization of a C–type lectin–like antifreeze protein from
rainbow smelt (Osmerus mordax) // Eur. J. Biochem.– 2002.–
Vol. 269, N4.– P. 1219–1226.
Ananthanarayanan V.S., Hew C.L. Structural studies on the
freezing–point–depressing protein of the winter flounder
Pseudopleuronectes americanus // Biochem. Biophys. Res.
Commun.– 1977.– Vol. 74, N2.– P. 685–689.
Baardsnes J., Jelokhani-Niaraki M., Kondejewski L.H. et al.
Antifreeze protein from shorthorn sculpin: identification of
the ice–binding surface // Protein. Sci.– 2001.– Vol. 10, N12.–
P. 2566–2576.
Barrett J. Thermal hysteresis proteins // Int. J. Biochem. Cell
Biol.– 2001.– Vol. 33, Issue 2.– P. 105–117.
Bennett V.A., Sformo T., Walters K. et al. Comparative
overwintering physiology of Alaska and Indiana populations
of the beetle Cucujus clavipes (Fabricius): roles of anti-
freeze proteins, polyols, dehydration and diapause // J. Exp.
Biol.– 2005.– Vol. 208, Pt. 23.– P. 4467–4477.
Bouvet V.R., Lorello G.R., Ben R.N. Aggregation of antifreeze
glycoprotein fraction 8 and its effect on antifreeze activity //
Biomacromolecules.– 2006.– Vol. 7, N2.– P. 565–571.
Davies P.L., Baardsnes J., Kuiper M.J. et al. Structure and
function of antifreeze proteins // Philos. Trans. R. Soc. Lond.
B. Biol. Sci.– 2002.– Vol. 357, N1423.– P. 927–935.
Davies P.L., Hew C.L. Biochemistry of fish antifreeze pro-
teins // FASEB J.– 1990.– Vol. 4.– P. 2460–2468.
DeLuca C.I., Davies P.L., Ye Q. et al. The effects of steric
mutations on the structure of type III antifreeze protein and its
interaction with ice // J. Mol. Biol.– 1998.– Vol. 275, N3.–
P. 515–525.
DeVries A.L., Komatsu S.K., Feeney R.E. Chemical and
physical properties of freezing point-depressing glycopro-
teins from Antarctic fishes // J. Biol. Chem.– 1970.– Vol. 245,
N11.– P. 2901–2908.
DeVries A.L., Vandenheede J., Feeney R.E. Primary structure
of freezing point–depressing glycoproteins // J. Biol. Chem.–
1971.– Vol. 246, N2.– P. 305–308.
Du N., Liu Y.X., Hew C.L. Ice nucleation inhibition: mechanism
of antifreeze by antifreeze protein // J. Biol. Chem.– 2003.–
Vol. 278, N38.– P. 36000–36004.
Duman J.G., Verleye D., Li N. Site-specific forms of anti-
freeze protein in the beetle Dendroides canadensis // J. Comp.
Physiol. [B].– 2002.– Vol. 172, N6.– P. 547–552.
Duncker B.P., Gauthier S.Y., Davies P.L. Evidence for a
proprotein intermediate during maturation of type II antifreeze
protein in sea raven, Hemitripterus americanus // Biochim.
Biophys. Acta.– 1996.– Vol. 1292, N2.– P. 312–316.
Duncker B.P., Hermans J.A., Davies P.L. et al. Expression of
a cystine–rich fish antifreeze in transgenic Drosophila
melanogaster // Transgenic Res.– 1996.– Vol. 5, N1.– P. 49–
55.
Ewart K.V., Yang D.S., Ananthanarayanan V.S. et al. Ca2+-
dependent antifreeze proteins. Modulation of conformation
and activity by divalent metal ions // J. Biol. Chem.– 1996.–
Vol. 271, N28.– P. 16627–16632.
Fairley K., Westman B.J., Pham L.H. et al. Type I shorthorn
sculpin antifreeze protein: recombinant synthesis, solution
Ewart K.V., Yang D.S., Ananthanarayanan V.S. et al. Ca2+-
dependent antifreeze proteins. Modulation of conformation
and activity by divalent metal ions // J. Biol. Chem.– 1996.–
Vol. 271, N28.– P. 16627–16632.
Fairley K., Westman B.J., Pham L.H. et al. Type I shorthorn
sculpin antifreeze protein: recombinant synthesis, solution
conformation, and ice growth inhibition studies // J. Biol. Chem.–
2002.– Vol. 277, N27.– P. 24073–24080.
Fei Y.B., Cao P.X., Gao S.Q. et al. Purification and structure
analysis of antifreeze proteins from Ammopiptanthus
mongolicus // Prep. Biochem. Biotechnol.– 2008.– Vol. 38,
N2.– P. 172–183.
Feeney R.E. A biological antifreeze // Am. Sci.– 1974.– Vol. 62,
N6.– P. 712–719.
Feeney R.E., Yeh Y. Antifreeze proteins from fish bloods //
Adv. Protein Chem.– 1978.– Vol. 32.– P. 191–282.
Garnham C.P., Gilbert J.A., Hartman C.P. et al. A Ca2+–de-
pendent bacterial antifreeze protein domain has a novel beta-
helical ice-binding fold // Biochem. J.– 2008.– Vol. 411, N1.–
P. 171–180.
Gilbert J.A., Davies P.L., Laybourn-Parry J. A hyperactive,
Ca2+–dependent antifreeze protein in an Antarctic bacterium //
JFEMS Microbiol. Lett.– 2005.–Vol. 245, N1.– P. 67–72.
Graether S.P., DeLuca C.I., Baardsnes J. et al. Quantitative
and qualitative analysis of type III antifreeze protein structure
and function // J. Biol. Chem.– 1999.– Vol. 274, N17.– P. 11842–
11847.
Graether S.P., Gagne S.M., Spyracopoulos L. et al. Spruce
budworm antifreeze protein: changes in structure and
dynamics at low temperature // J. Mol. Biol.– 2003.– Vol. 327,
N5.– P. 1155–1168.
Graether S.P., Jia Z. Modeling Pseudomonas syringae ice-
nucleation protein as a beta–helical protein // Biophys. J.–
2001.– Vol. 80, N3.– P. 1169–1173.
Graether S.P., Kuiper M.J., Gagne S.M. et al. Beta-helix
structure and ice-binding properties of a hyperactive antifree-
ze protein from an insect // Nature.– 2000.– Vol. 406, N6793.–
P. 249–251.
Graham L.A., Davies P.L. Glycine-rich antifreeze proteins
from snow fleas // Science.– 2005.– Vol. 310, N5747.– P. 461.
Graham L.A., Marshall C.B., Lin F.H. et al. Hyperactive
antifreeze protein from fish contains multiple ice-binding sites //
Biochemistry.– 2008.– Vol. 47, N7.– P. 2051–2063.
Griffith M., Yaish M.W. Antifreeze proteins in overwintering
plants: a tale of two activities // Trends. Plant. Sci.– 2004.–
Vol. 9, N8.– P. 399–405.
Harding M.M., Ward L.G., Haymet A.D. Type I ‘antifreeze’
proteins. Structure–activity studies and mechanisms of ice
growth inhibition // Eur. J. Biochem.– 1999.– Vol. 264, N3.–
P. 653–665.
Hew C.L., Fletcher G.L., Ananthanarayanan V.S. Antifreeze
proteins from the shorthorn sculpin, Myoxocephalus scorpius:
isolation and characterization // Can. J. Biochem.– 1980.–
Vol. 58, N5.– P. 377–383.
Holland N.B., Nishimiya Y., Tsuda S. et al. Activity of a two–
domain antifreeze protein is not dependent on linker sequen-
ce // Biophys. J.– 2007.– Vol. 92, N2.– P. 541–546.
Huang T., Duman J.G. Cloning and characterization of a
thermal hysteresis (antifreeze) protein with DNA-binding
activity from winter bittersweet nightshade, Solanum
dulcamara // Plant. Mol. Biol.– 2002.– Vol. 48, N4.– P. 339–
350.
Jia Z., Davies P.L. Antifreeze proteins: an unusual receptor-
ligand interaction // Trends Biochem. Sci.– 2002.– Vol. 27,
N2.– P. 101–106.
Jia Z., DeLuca C.I., Chao H. et al. Structural basis for the
binding of a globular antifreeze protein to ice // Nature.– 1996.–
Vol. 384, N6606.– P. 285–288.
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
17.
18.
17.
18.
19.
20.
21.
22.
23.
24.
25.
26.
27.
28.
29.
30.
31.
32.
33.
34.
35.
36.
conformation, and ice growth inhibition studies // J. Biol. Chem.–
2002.– Vol. 277, N27.– P. 24073–24080.
Fei Y.B., Cao P.X., Gao S.Q. et al. Purification and structure
analysis of antifreeze proteins from Ammopiptanthus
mongolicus // Prep. Biochem. Biotechnol.– 2008.– Vol. 38,
N2.– P. 172–183.
Feeney R.E. A biological antifreeze // Am. Sci.– 1974.– Vol. 62,
N6.– P. 712–719.
Feeney R.E., Yeh Y. Antifreeze proteins from fish bloods //
Adv. Protein Chem.– 1978.– Vol. 32.– P. 191–282.
Garnham C.P., Gilbert J.A., Hartman C.P. et al. A Ca2+–de-
pendent bacterial antifreeze protein domain has a novel beta-
helical ice-binding fold // Biochem. J.– 2008.– Vol. 411, N1.–
P. 171–180.
Gilbert J.A., Davies P.L., Laybourn-Parry J. A hyperactive,
Ca2+–dependent antifreeze protein in an Antarctic bacterium //
JFEMS Microbiol. Lett.– 2005.–Vol. 245, N1.– P. 67–72.
Graether S.P., DeLuca C.I., Baardsnes J. et al. Quantitative
and qualitative analysis of type III antifreeze protein structure
and function // J. Biol. Chem.– 1999.– Vol. 274, N17.– P. 11842–
11847.
Graether S.P., Gagne S.M., Spyracopoulos L. et al. Spruce
budworm antifreeze protein: changes in structure and
dynamics at low temperature // J. Mol. Biol.– 2003.– Vol. 327,
N5.– P. 1155–1168.
Graether S.P., Jia Z. Modeling Pseudomonas syringae ice-
nucleation protein as a beta–helical protein // Biophys. J.–
2001.– Vol. 80, N3.– P. 1169–1173.
Graether S.P., Kuiper M.J., Gagne S.M. et al. Beta-helix
structure and ice-binding properties of a hyperactive antifree-
ze protein from an insect // Nature.– 2000.– Vol. 406, N6793.–
P. 249–251.
Graham L.A., Davies P.L. Glycine-rich antifreeze proteins
from snow fleas // Science.– 2005.– Vol. 310, N5747.– P. 461.
Graham L.A., Marshall C.B., Lin F.H. et al. Hyperactive
antifreeze protein from fish contains multiple ice-binding sites //
Biochemistry.– 2008.– Vol. 47, N7.– P. 2051–2063.
Griffith M., Yaish M.W. Antifreeze proteins in overwintering
plants: a tale of two activities // Trends. Plant. Sci.– 2004.–
Vol. 9, N8.– P. 399–405.
Harding M.M., Ward L.G., Haymet A.D. Type I ‘antifreeze’
proteins. Structure–activity studies and mechanisms of ice
growth inhibition // Eur. J. Biochem.– 1999.– Vol. 264, N3.–
P. 653–665.
Hew C.L., Fletcher G.L., Ananthanarayanan V.S. Antifreeze
proteins from the shorthorn sculpin, Myoxocephalus scorpius:
isolation and characterization // Can. J. Biochem.– 1980.–
Vol. 58, N5.– P. 377–383.
Holland N.B., Nishimiya Y., Tsuda S. et al. Activity of a two–
domain antifreeze protein is not dependent on linker sequen-
ce // Biophys. J.– 2007.– Vol. 92, N2.– P. 541–546.
Huang T., Duman J.G. Cloning and characterization of a
thermal hysteresis (antifreeze) protein with DNA-binding
activity from winter bittersweet nightshade, Solanum
dulcamara // Plant. Mol. Biol.– 2002.– Vol. 48, N4.– P. 339–
350.
Jia Z., Davies P.L. Antifreeze proteins: an unusual receptor-
ligand interaction // Trends Biochem. Sci.– 2002.– Vol. 27,
N2.– P. 101–106.
Jia Z., DeLuca C.I., Chao H. et al. Structural basis for the
binding of a globular antifreeze protein to ice // Nature.– 1996.–
Vol. 384, N6606.– P. 285–288.
Juge N. Plant protein inhibitors of cell wall degrading enzy-
mes // Trends Plant Sci.– 2006.– Vol. 11, N7.– P. 359–367.
Kawahara H., Iwanaka Y., Higa S. et al. A novel, intracellular
antifreeze protein in an antarctic bacterium, Flavobacterium
xanthum // Cryo Letters.– 2007.– Vol. 28, N1.– P. 39–49.
Ko T.P., Robinson H., Gao Y.G. et al. The refined crystal
structure of an eel pout type III antifreeze protein RD1 at
Juge N. Plant protein inhibitors of cell wall degrading enzy-
mes // Trends Plant Sci.– 2006.– Vol. 11, N7.– P. 359–367.
Kawahara H., Iwanaka Y., Higa S. et al. A novel, intracellular
antifreeze protein in an antarctic bacterium, Flavobacterium
xanthum // Cryo Letters.– 2007.– Vol. 28, N1.– P. 39–49.
Ko T.P., Robinson H., Gao Y.G. et al. The refined crystal
structure of an eel pout type III antifreeze protein RD1 at
0.62 – a resolution reveals structural microheterogeneity of
protein and solvation // Biophys. J.– 2003.– Vol. 84, N2, Pt. 1.–
P. 1228–1237.
Komatsu S., DeVries A.L., Feeney R.E. Studies of the
structure of freezing point–depressing glycoproteins from
an Antarctic fish // J. Biol. Chem.– 1970.– Vol. 245, N11.–
P. 2909–2913.
Kuiper M.J., Davies P.L., Walker V.K. A theoretical model of
a plant antifreeze protein from Lolium perenne // Biophys. J.–
2001.– Vol. 81, N6.– P. 3560–3565.
Lin F.H., Graham L.A., Campbell R.L. et al. Structural
modeling of snow flea antifreeze protein // Biophys. J.–
2007.– Vol. 92, N5.– P. 1717–1723.
Lin Y., Duman J.G., DeVries A.L. Studies on the structure
and activity of low molecular weight glycoproteins from an
antarctic fish // Biochem. Biophys. Res. Commun.– 1972.–
Vol. 46, N1.– P. 87–92.
Liou Y.C., Daley M.E., Graham L.A. et al. Folding and structural
characterization of highly disulfide–bonded beetle antifreeze
protein produced in bacteria // Protein Expr. Purif.– 2000.–
Vol. 19, N1.– P. 148–157.
Liou Y.C., Tocilj A., Davies P.L. et al. Mimicry of ice structure
by surface hydroxyls and water of a beta–helix antifreeze
protein // Nature.– 2000.– Vol. 406, N6793.– P. 322–324.
Liu Y., Li Z., Lin Q. et al. Structure and evolutionary origin of
Ca2+–dependent herring type II antifreeze protein // PLoS ONE.–
2007.– Vol. 2, N6.– P. e548.
Loewen M.C., Gronwald W., Sönnichsen F.D. et al. The ice-
binding site of sea raven antifreeze protein is distinct from
the carbohydrate-binding site of the homologous C-type lec-
tin // Biochemistry.– 1998.– Vol. 37, N51.– P. 17745–17753.
Marshall C.B., Chakrabartty A., Davies P.L. Hyperactive
antifreeze protein from winter flounder is a very long rod-like
dimer of alpha-helices // J. Biol. Chem.– 2005.– Vol. 280,
N18.– P. 17920–17929.
Marshall C.B., Daley M.E., Graham L.A. et al. Identification
of the ice-binding face of antifreeze protein from Tenebrio
molitor // FEBS Lett.– 2002.– Vol. 529, N2–3.– P. 261–267.
Miura K., Ohgiya S., Hoshino T. et al. Determination of the
solution structure of the N–domain plus linker of Antarctic eel
pout antifreeze protein RD3 // J. Biochem.– 1999.– Vol. 126,
N2.– P. 387–394.
Muryoi N., Sato M., Kaneko S. et al. Cloning and expression
of afpA, a gene encoding an antifreeze protein from the
arctic plant growth–promoting rhizobacterium Pseudomonas
putida GR12–2 // J. Bacteriol.– 2004.– Vol. 186, N17.– P. 5661–
5671.
Newsted W.J., Polvi S., Papish B. A low molecular weight
peptide from snow mold with epitopic homology to the winter
flounder antifreeze protein // Biochem. Cell Biol.– 1994.–
Vol. 72, N3–4.– P. 152–156.
Nishimiya Y., Ohgiya S., Tsuda S. Artificial multimers of the
type III antifreeze protein. Effects on thermal hysteresis and
ice crystal morphology // J. Biol. Chem.– 2003.– Vol. 278,
N34.– P. 32307–32312.
Qin W., Walker V.K. Tenebrio molitor antifreeze protein gene
identification and regulation // Gene.– 2006.– Vol. 367.– P. 142–
149.
Pudney P.D., Buckley S.L., Sidebottom C.M. et al. The
physico-chemical characterization of a boiling stable anti-
freeze protein from a perennial grass (Lolium perenne) //
Arch. Biochem. Biophys.– 2003.– Vol. 410, N2.– P. 238–245.
19.
20.
21.
22.
23.
24.
25.
26.
27.
28.
29.
30.
31.
32.
33.
34.
35.
36.
37.
38.
39.
37.
38.
39.
40.
41.
42.
43.
44.
45.
46.
47.
48.
49.
50.
51.
52.
53.
54.
55.
134 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
0.62 – a resolution reveals structural microheterogeneity of
protein and solvation // Biophys. J.– 2003.– Vol. 84, N2, Pt. 1.–
P. 1228–1237.
Komatsu S., DeVries A.L., Feeney R.E. Studies of the
structure of freezing point–depressing glycoproteins from
an Antarctic fish // J. Biol. Chem.– 1970.– Vol. 245, N11.–
P. 2909–2913.
Kuiper M.J., Davies P.L., Walker V.K. A theoretical model of
a plant antifreeze protein from Lolium perenne // Biophys. J.–
2001.– Vol. 81, N6.– P. 3560–3565.
Lin F.H., Graham L.A., Campbell R.L. et al. Structural
modeling of snow flea antifreeze protein // Biophys. J.–
2007.– Vol. 92, N5.– P. 1717–1723.
Lin Y., Duman J.G., DeVries A.L. Studies on the structure
and activity of low molecular weight glycoproteins from an
antarctic fish // Biochem. Biophys. Res. Commun.– 1972.–
Vol. 46, N1.– P. 87–92.
Liou Y.C., Daley M.E., Graham L.A. et al. Folding and structural
characterization of highly disulfide–bonded beetle antifreeze
protein produced in bacteria // Protein Expr. Purif.– 2000.–
Vol. 19, N1.– P. 148–157.
Liou Y.C., Tocilj A., Davies P.L. et al. Mimicry of ice structure
by surface hydroxyls and water of a beta–helix antifreeze
protein // Nature.– 2000.– Vol. 406, N6793.– P. 322–324.
Liu Y., Li Z., Lin Q. et al. Structure and evolutionary origin of
Ca2+–dependent herring type II antifreeze protein // PLoS ONE.–
2007.– Vol. 2, N6.– P. e548.
Loewen M.C., Gronwald W., Sönnichsen F.D. et al. The ice-
binding site of sea raven antifreeze protein is distinct from
the carbohydrate-binding site of the homologous C-type lec-
tin // Biochemistry.– 1998.– Vol. 37, N51.– P. 17745–17753.
Marshall C.B., Chakrabartty A., Davies P.L. Hyperactive
antifreeze protein from winter flounder is a very long rod-like
dimer of alpha-helices // J. Biol. Chem.– 2005.– Vol. 280,
N18.– P. 17920–17929.
Marshall C.B., Daley M.E., Graham L.A. et al. Identification
of the ice-binding face of antifreeze protein from Tenebrio
molitor // FEBS Lett.– 2002.– Vol. 529, N2–3.– P. 261–267.
Miura K., Ohgiya S., Hoshino T. et al. Determination of the
solution structure of the N–domain plus linker of Antarctic eel
pout antifreeze protein RD3 // J. Biochem.– 1999.– Vol. 126,
N2.– P. 387–394.
Muryoi N., Sato M., Kaneko S. et al. Cloning and expression
of afpA, a gene encoding an antifreeze protein from the
arctic plant growth–promoting rhizobacterium Pseudomonas
putida GR12–2 // J. Bacteriol.– 2004.– Vol. 186, N17.– P. 5661–
5671.
Newsted W.J., Polvi S., Papish B. A low molecular weight
peptide from snow mold with epitopic homology to the winter
flounder antifreeze protein // Biochem. Cell Biol.– 1994.–
Vol. 72, N3–4.– P. 152–156.
Nishimiya Y., Ohgiya S., Tsuda S. Artificial multimers of the
type III antifreeze protein. Effects on thermal hysteresis and
ice crystal morphology // J. Biol. Chem.– 2003.– Vol. 278,
N34.– P. 32307–32312.
Qin W., Walker V.K. Tenebrio molitor antifreeze protein gene
identification and regulation // Gene.– 2006.– Vol. 367.– P. 142–
149.
Pudney P.D., Buckley S.L., Sidebottom C.M. et al. The
physico-chemical characterization of a boiling stable anti-
freeze protein from a perennial grass (Lolium perenne) //
Arch. Biochem. Biophys.– 2003.– Vol. 410, N2.– P. 238–245.
Raymond J.A., Fritsen C., Shen K. An ice-binding protein
from an Antarctic sea ice bacterium // FEMS Microbiol. Ecol.–
2007.– Vol. 61, N2.– P. 214–221.
Raymond J.A., Fritsen C., Shen K. An ice-binding protein
from an Antarctic sea ice bacterium // FEMS Microbiol. Ecol.–
2007.– Vol. 61, N2.– P. 214–221.
Raymond J.A., Lin Y., DeVries A.L. Glycoprotein and protein
antifreezes in two Alaskan fishes // J. Exp. Zool.– 1975.–
Vol. 193, N1.– P. 125–130.
Raymond J.A., Knight C.A. Ice binding, recrystallization inhibi-
tion, and cryoprotective properties of ice–active substances
associated with Antarctic sea ice diatoms // Cryobiology.–
2003.– Vol. 46, N2.– P. 174–181.
Scotter A.J., Marshall C.B., Graham L.A. et al. The basis for
hyperactivity of antifreeze proteins // Cryobiology.– 2006.–
Vol. 53, N2.– P. 229–239.
Shier W.T., Lin Y., DeVries A.L. Structure and mode of action
of glycoproteins from an antarctic fish // Biochim. Biophys.
Acta.– 1972.– Vol. 263, N2.– P. 406–413.
Shier W.T., Lin Y., DeVries A.L. Structure of the carbohydrate
of antifreeze glycoproteins from an antartic fish // FEBS Lett.
1975.– Vol. 54, N2. – P. 135–138.
Smallwood M., Worrall D., Byass L. et al. Isolation and charac-
terization of a novel antifreeze protein from carrot (Daucus
carota) // Biochem. J.– 1999.– Vol. 340, Pt. 2.– P. 385–391.
Sönnichsen F.D., Sykes B.D., Davies P.L. Comparative mode-
ling of the three-dimensional structure of type II antifreeze
protein // Protein Sci.– 1995.– Vol. 4, N3.– P. 460–471.
Tremblay K., Ouellet F., Fournier J. et al. Molecular
characterization and origin of novel bipartite cold-regulated
ice recrystallization inhibition proteins from cereals // Plant
Cell Physiol.– 2005.– Vol. 46, N6.– P. 884–891.
Vandenheede J.R., Ahmed A.I., Feeney R.E. Structure and
role of carbohydrate in freezing point-depressing glycopro-
teins from an antarctic fish // J. Biol. Chem.– 1972.– Vol. 247,
N24.– P. 7885–7889.
Wang X., DeVries A.L., Cheng C.H. Antifreeze peptide
heterogeneity in an antarctic eel pout includes an unusually
large major variant comprised of two 7 kDa type III AFPs lin-
ked in tandem // Biochim. Biophys. Acta.– 1995.– Vol. 1247,
N2.– P. 163–172.
Wang X., DeVries A.L., Cheng C.H. Genomic basis for
antifreeze peptide heterogeneity and abundance in an
Antarctic eel pout: gene structures and organization // Mol.
Mar. Biol. Biotechnol.– 1995.– Vol. 4, N2.– P. 135–147.
Wang L., Duman J.G. Antifreeze proteins of the beetle
Dendroides canadensis enhance one another’s activities //
Biochemistry. – 2005. – Vol. 44, N 30. – P. 10305–10312.
Wharton D.A., Barrett J., Goodall G. et al. Ice-active proteins
from the Antarctic nematode Panagrolaimus davidi //
Cryobiology.– 2005.– Vol. 51, N2.– P. 198–207.
Wharton D.A., Block W. Differential scanning calorimetry
studies on an Antarctic nematode (Panagrolaimus davidi)
which survives intracellular freezing // Cryobiology.– 1997.–
Vol. 34, N2.– P. 114–121.
Wierzbicki A., Madura J.D., Salmon C. et al. Modeling studies
of binding of sea raven type II antifreeze protein to ice // J.
Chem. Inf. Comput. Sci.– 1997.– Vol. 37, N6.– P. 1006–1010.
Yaish M.W., Doxey A.C., McConkey B.J. et al. Cold–active
winter rye glucanases with ice-binding capacity // Plant
Physiol.– 2006.– Vol. 141, N4.– P. 1459–1472.
Yamashita Y., Miura R., Takemoto Y. et al. Type II antifreeze
protein from a mid-latitude freshwater fish, Japanese smelt
(Hypomesus nipponensis) // Biosci. Biotechnol. Biochem. –
2003.– Vol. 67, N3.– P. 461–466.
Yu X.M., Griffith M. Antifreeze proteins in winter rye leaves
form oligomeric complexes // Plant Physiol.– 1999.– Vol. 119,
N4.– P. 1361–1370.
40.
41.
42.
43.
44.
45.
46.
47.
48.
49.
50.
51.
52.
53.
54.
55.
56.
56.
57.
58.
59.
60.
61.
62.
63.
64.
65.
66.
67.
68.
69.
70.
71.
72.
73.
74.
135 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
Raymond J.A., Lin Y., DeVries A.L. Glycoprotein and protein
antifreezes in two Alaskan fishes // J. Exp. Zool.– 1975.–
Vol. 193, N1.– P. 125–130.
Raymond J.A., Knight C.A. Ice binding, recrystallization inhibi-
tion, and cryoprotective properties of ice–active substances
associated with Antarctic sea ice diatoms // Cryobiology.–
2003.– Vol. 46, N2.– P. 174–181.
Scotter A.J., Marshall C.B., Graham L.A. et al. The basis for
hyperactivity of antifreeze proteins // Cryobiology.– 2006.–
Vol. 53, N2.– P. 229–239.
Shier W.T., Lin Y., DeVries A.L. Structure and mode of action
of glycoproteins from an antarctic fish // Biochim. Biophys.
Acta.– 1972.– Vol. 263, N2.– P. 406–413.
Shier W.T., Lin Y., DeVries A.L. Structure of the carbohydrate
of antifreeze glycoproteins from an antartic fish // FEBS Lett.
1975.– Vol. 54, N2. – P. 135–138.
Smallwood M., Worrall D., Byass L. et al. Isolation and charac-
terization of a novel antifreeze protein from carrot (Daucus
carota) // Biochem. J.– 1999.– Vol. 340, Pt. 2.– P. 385–391.
Sönnichsen F.D., Sykes B.D., Davies P.L. Comparative mode-
ling of the three-dimensional structure of type II antifreeze
protein // Protein Sci.– 1995.– Vol. 4, N3.– P. 460–471.
Tremblay K., Ouellet F., Fournier J. et al. Molecular
characterization and origin of novel bipartite cold-regulated
ice recrystallization inhibition proteins from cereals // Plant
Cell Physiol.– 2005.– Vol. 46, N6.– P. 884–891.
Vandenheede J.R., Ahmed A.I., Feeney R.E. Structure and
role of carbohydrate in freezing point-depressing glycopro-
teins from an antarctic fish // J. Biol. Chem.– 1972.– Vol. 247,
N24.– P. 7885–7889.
Wang X., DeVries A.L., Cheng C.H. Antifreeze peptide
heterogeneity in an antarctic eel pout includes an unusually
large major variant comprised of two 7 kDa type III AFPs lin-
ked in tandem // Biochim. Biophys. Acta.– 1995.– Vol. 1247,
N2.– P. 163–172.
Wang X., DeVries A.L., Cheng C.H. Genomic basis for
antifreeze peptide heterogeneity and abundance in an
Antarctic eel pout: gene structures and organization // Mol.
Mar. Biol. Biotechnol.– 1995.– Vol. 4, N2.– P. 135–147.
Wang L., Duman J.G. Antifreeze proteins of the beetle
Dendroides canadensis enhance one another’s activities //
Biochemistry. – 2005. – Vol. 44, N 30. – P. 10305–10312.
Wharton D.A., Barrett J., Goodall G. et al. Ice-active proteins
from the Antarctic nematode Panagrolaimus davidi //
Cryobiology.– 2005.– Vol. 51, N2.– P. 198–207.
Wharton D.A., Block W. Differential scanning calorimetry
studies on an Antarctic nematode (Panagrolaimus davidi)
which survives intracellular freezing // Cryobiology.– 1997.–
Vol. 34, N2.– P. 114–121.
Wierzbicki A., Madura J.D., Salmon C. et al. Modeling studies
of binding of sea raven type II antifreeze protein to ice // J.
Chem. Inf. Comput. Sci.– 1997.– Vol. 37, N6.– P. 1006–1010.
Yaish M.W., Doxey A.C., McConkey B.J. et al. Cold–active
winter rye glucanases with ice-binding capacity // Plant
Physiol.– 2006.– Vol. 141, N4.– P. 1459–1472.
Yamashita Y., Miura R., Takemoto Y. et al. Type II antifreeze
protein from a mid-latitude freshwater fish, Japanese smelt
(Hypomesus nipponensis) // Biosci. Biotechnol. Biochem. –
2003.– Vol. 67, N3.– P. 461–466.
Yu X.M., Griffith M. Antifreeze proteins in winter rye leaves
form oligomeric complexes // Plant Physiol.– 1999.– Vol. 119,
N4.– P. 1361–1370.
Zhang D.Q., Wang H.B., Liu B. et al. Carrot antifreeze protein
does not exhibit the polygalacturonase-inhibiting activity of
PGIP family // Yi Chuan Xue Bao.– 2006.– Vol. 33, N11.–
P. 1027–1036.
Zettlemoyer A.C. Hydrophobic surfaces // J. Coll. Inter. Sci.–
1968.– Vol. 28, N6.– P. 343–369.
Поступила 12.08.2008
Рецензент Н.Г. Землянских
Zhang D.Q., Wang H.B., Liu B. et al. Carrot antifreeze protein
does not exhibit the polygalacturonase-inhibiting activity of
PGIP family // Yi Chuan Xue Bao.– 2006.– Vol. 33, N11.–
P. 1027–1036.
Zettlemoyer A.C. Hydrophobic surfaces // J. Coll. Inter. Sci.–
1968.– Vol. 28, N6.– P. 343–369.
Accepted in 12.08.2008
57.
58.
59.
60.
61.
62.
63.
64.
65.
66.
67.
68.
69.
70.
71.
72.
73.
74.
75.
76.
75.
76.
136 PROBLEMS
OF CRYOBIOLOGY
Vol. 19, 2009, ¹2
ÏÐÎÁËÅÌÛ
ÊÐÈÎÁÈÎËÎÃÈÈ
Ò. 19, 2009, ¹2
|
| id | nasplib_isofts_kiev_ua-123456789-5407 |
| institution | Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine |
| issn | 0233-7673 |
| language | English |
| last_indexed | 2025-12-07T16:47:09Z |
| publishDate | 2009 |
| publisher | Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України |
| record_format | dspace |
| spelling | Гулевский, А.К. Релина, Л.И. 2010-01-18T17:34:52Z 2010-01-18T17:34:52Z 2009 Антифризные белки. Сообщение II. Распространение в природе / А.К. Гулевский, Л.И. Релина // Пробл. криобиологии. — 2009. — T. 19, № 2. — С. 121-136. — Бібліогр.: 76 назв. — рос. 0233-7673 https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/5407 77.112 В работе обобщены многочисленные данные о распространении антифризных белков в природе. Приведены основные принципы их классификации. Предложен вариант классификации антифризных протеинов в зависимости от таксономической принадлежности организмов, в которых они обнаружены. В роботі узагальнено численні дані щодо розповсюдження антифризних білків у природі. Наведено головні принципи їх класифікації. Запропоновано варіант класифікації антифризних протеїнів в залежності від таксономічної належності організмів, в яких вони були виявлені. Multiple data on distribution of antifreeze proteins in nature are summarised in the paper. The main principles of their classification are presented. A variant of antifreeze protein classification depending on taxonomic categories of organisms, which they were found in, is proposed. en ru Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України Теоретическая и экспериментальная криобиология Антифризные белки. Сообщение II. Распространение в природе Antifreeze Proteins. Report II: Occurrence in Nature Article published earlier |
| spellingShingle | Антифризные белки. Сообщение II. Распространение в природе Гулевский, А.К. Релина, Л.И. Теоретическая и экспериментальная криобиология |
| title | Антифризные белки. Сообщение II. Распространение в природе |
| title_alt | Antifreeze Proteins. Report II: Occurrence in Nature |
| title_full | Антифризные белки. Сообщение II. Распространение в природе |
| title_fullStr | Антифризные белки. Сообщение II. Распространение в природе |
| title_full_unstemmed | Антифризные белки. Сообщение II. Распространение в природе |
| title_short | Антифризные белки. Сообщение II. Распространение в природе |
| title_sort | антифризные белки. сообщение ii. распространение в природе |
| topic | Теоретическая и экспериментальная криобиология |
| topic_facet | Теоретическая и экспериментальная криобиология |
| url | https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/5407 |
| work_keys_str_mv | AT gulevskiiak antifriznyebelkisoobŝenieiirasprostranenievprirode AT relinali antifriznyebelkisoobŝenieiirasprostranenievprirode AT gulevskiiak antifreezeproteinsreportiioccurrenceinnature AT relinali antifreezeproteinsreportiioccurrenceinnature |