Протонная регуляция процессов фотосинтетической трансформации энергии
Трансмембранный протонный градиент, формирующийся в тилакоидах вследствие фотосинтетического переноса протонов, является не только энергетическим интермедиатом, но и выполняет важную регуляторную и сигнальную роль. Светозависимые изменения рН в компартментах хлоропласта оказывают влияние на скорость...
Saved in:
| Published in: | Физиология и биохимия культурных растений |
|---|---|
| Date: | 2010 |
| Main Author: | |
| Format: | Article |
| Language: | Russian |
| Published: |
Iнститут фізіології рослин і генетики НАН України
2010
|
| Online Access: | https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/66262 |
| Tags: |
Add Tag
No Tags, Be the first to tag this record!
|
| Journal Title: | Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine |
| Cite this: | Протонная регуляция процессов фотосинтетической трансформации энергии / // Физиология и биохимия культурных растений. — 2010. — Т. 42, № 1. — С. 37-49. — Бібліогр.: 76 назв. — рос. |
Institution
Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine| _version_ | 1859902283187224576 |
|---|---|
| author | Золотарева, Е.К. |
| author_facet | Золотарева, Е.К. |
| citation_txt | Протонная регуляция процессов фотосинтетической трансформации энергии / // Физиология и биохимия культурных растений. — 2010. — Т. 42, № 1. — С. 37-49. — Бібліогр.: 76 назв. — рос. |
| collection | DSpace DC |
| container_title | Физиология и биохимия культурных растений |
| description | Трансмембранный протонный градиент, формирующийся в тилакоидах вследствие фотосинтетического переноса протонов, является не только энергетическим интермедиатом, но и выполняет важную регуляторную и сигнальную роль. Светозависимые изменения рН в компартментах хлоропласта оказывают влияние на скорость переноса электронов по фотосинтетической электронтранспортной цепи, нефотохимическое тушение флуоресценции хлорофилла, обратимую редокстрансформацию ксантофиллов (так называемый виолаксантиновый цикл), функциональное состояние АТФ-синтазы, активность ферментов темновой фазы фотосинтеза. В обзоре приведены данные о величине и природе протонной буферной емкости тилакоидов, рассмотрены вопросы ограниченной роли диффузии в переносе протонов в клетке, организации специфических путей транспорта протонов от центров высвобождения Н+ к АТФ-синтазе.
Трансмембранний протонний градієнт, який формується у тилакоїдах унаслідок фотосинтетичного перенесення протонів, є не тільки енергетичним інтермедіатом, а й виконує важливу регуляторну і сигнальну роль. Світлозалежні зміни рН в компартментах хлоропласту впливають на швидкість перенесення електронів по фотосинтетичному електронтранспортному ланцюгу, нефотохімічне гасіння флуоресценції хлорофілу, оборотну редокстрансформацію ксантофілів (так званий віолаксантиновий цикл), функціональний стан АТФ-синтази, активність ферментів темнової фази фотосинтезу. В огляді наведено дані про величину і природу протонної буферної ємності тилакоїдів, розглянуто питання обмеженої ролі дифузії в перенесенні протонів у клітині, організації специфічних шляхів транспорту протонів від центрів вивільнення Н+ до АТФ-синтази.
Transmembrane proton gradient formed in thylakoids in the process of photosynthetic proton transfer is not only energetic intermediate, but also plays important regulatory and signaling roles. Light-dependent pH-changes in chloroplast compartments are affected the rate of electron transfer in photosynthetic electron transport chain, nonphotochemical quenching of chlorophyll fluorescence, reversible redox transformation of xanthophylls (so-called violaxantin cycle), functional status of ATPsynthase, the activity of enzymes of dark phase of photosynthesis. The data concerning the value and nature of thylakoid proton buffer capacity, the limited contribution of free diffusion in the intracellular proton transport and specific pathways from the centers of H+ release to ATPsynthase are presented in the review.
|
| first_indexed | 2025-12-07T15:57:48Z |
| format | Article |
| fulltext |
УДК 577.39.5
ПРОТОННАЯ РЕГУЛЯЦИЯ ПРОЦЕССОВ ФОТОСИНТЕТИЧЕСКОЙ
ТРАНСФОРМАЦИИ ЭНЕРГИИ
Е.К. ЗОЛОТАРЕВА
÷²¶¸¯¸·¸ §´¸¨²¯°¯ ¯³. ø.Þ. ß´±´ª²´«´ ø¨º¯´²¨±¿²´® ¨°¨ª¬³¯¯ ²¨·° ü°Ċ¨¯²¾
01601 ô¯¬©, ·±. þ¬Ċ¬½¬²°´©¶°¨é, 2
Трансмембранный протонный градиент, формирующийся в тилакоидах вследст-
вие фотосинтетического переноса протонов, является не только энергетическим
интермедиатом, но и выполняет важную регуляторную и сигнальную роль. Све-
тозависимые изменения рН в компартментах хлоропласта оказывают влияние на
скорость переноса электронов по фотосинтетической электронтранспортной це-
пи, нефотохимическое тушение флуоресценции хлорофилла, обратимую редокс-
трансформацию ксантофиллов (так называемый виолаксантиновый цикл),
функциональное состояние АТФ-синтазы, активность ферментов темновой фа-
зы фотосинтеза. В обзоре приведены данные о величине и природе протонной
буферной емкости тилакоидов, рассмотрены вопросы ограниченной роли диф-
фузии в переносе протонов в клетке, организации специфических путей транс-
порта протонов от центров высвобождения Н+ к АТФ-синтазе.
ô±Ď謩¾¬ ¶±´©¨: фотосинтез, хлоропласт, сопряжение, трансмембранный протон-
ный градиент, транспорт электронов, фотофосфорилирование.
В ходе фотосинтетического транспорта электронов и протонов в тилако-
идах формируется трансмембранная разность электрохимического потен-
циала ионов водорода (�'µН+) — основной энергетический интермедиат
живой клетки [38]. Генерируется �' µН+ редокс- или светозависимыми
протонными насосами, а используется энергопотребляющими фермен-
тами, в первую очередь АТФ-синтазой (рисунок).
Автор хемиосмотической теории Митчелл (цит. по [3]) ввел поня-
тие протондвижущей силы (ПДС), определяемой как
ПДС = �' µН+/F = �' �<• — 0,06 �' рН, (1)
где �' �<• — трансмембранная разность электрических потенциалов; �' рН —
разность рН с двух сторон мембраны.
В результате окисления воды и пластогидрохинона (РQН2) в люмен
тилакоида высвобождаются протоны и формируется трансмембранная
ПДС. Затем в ходе транспорта противоионов [58] ПДС конвертируется
преимущественно в осмотическую форму (�' рН). Перенос Н+ из люмена
в строму через АТФ-синтазу приводит к образованию АТФ. Скорость
транспорта электронов от РQН2 через комплекс цитохромов b6f подавля-
ется при возрастании ПДС. Возбуждение антенны ФС II регулируется
энергозависимым тушением (qE) флуоресценции хлорофилла, вследствие
чего избыток лучистой энергии трансформируется в тепло. Параметр qE
связан с протонированием белка PsbS и рН-зависимой активацией вио-
ý÷¢÷ùöùÞ÷Ç ÷ õ÷ùß÷û÷Ç ôüö¦þ. ĉݤþ¡ø÷£. 2010. þ. 42. đ 1
37
© Е.К. ЗОЛОТАРЕВА, 2010
лаксантиндеэпоксидазы (ВДЭ) [48], которая катализирует восстановле-
ние виолаксантина (В) до антераксантина (А) и зеаксантина (З). Таким
образом, диссипация возбуждения через qE зависит от концентрации Н+
в люмене [40].
Обе компоненты ПДС — и �' рН, и �' �< эквивалентны в обеспечении
синтеза АТФ энергетически и, по-видимому, кинетически. В равновес-
ных условиях в хлоропластах в отличие от митохондрий ПДС существу-
ет преимущественно в форме осмотической составляющей (�' рН), а вклад
электрической составляющей (разности потенциалов) невелик [69].
Из-за низкой электрической емкости тилакоидных мембран и отно-
сительно высокой протонной буферной емкости люмена и стромального
компартмента хлоропластов �'µН+ первоначально запасается почти ис-
ключительно в форме �' �< [39, 56]. Возникшее электрическое поле инду-
цирует перенос противоионов — наиболее вероятно Сl–, K+ и Mg2+ [66],
что наряду с фотосинтетическим переносом протонов компенсирует воз-
никший �' �<�� и в течение нескольких секунд после начала освещения
большая часть �' �< распадается, а �' µН+ конвертируется в форму �' рН.
Согласно имеющимся данным, рН стромы интактных хлоропластов
в темноте составляет около 7, а на свету возрастает до 7,5—8,0 [17, 26,
72, 75]. Такие же значения рН характерны и для интактных растений
[24]. Этот диапазон рН оптимален для активности стромальных фермен-
тов, из которых по крайней мере 4 фермента восстановительного пенто-
зофосфатного цикла активируются при рН существенно более высоких,
чем рН стромы хлоропластов в темноте. Так, оптимальный рН для рабо-
ты фруктозо-§¯¶-фосфатазы составляет 8,5—8,8; глицеральдегид-3-фос-
фатдегидрогеназы — 8,0, седогептулезо-§¯¶-фосфатазы — 8,5, фосфори-
булокиназы — 7,9 [74]. Поэтому увеличение рН стромы при освещении
хлоропластов in vivo играет важную роль в активации ферментов цикла
38
Е.К. ЗОЛОТАРЕВА
Физиология и биохимия культ. растений. 2010. Т. 42. № 1
Схема путей светозависимого переноса протонов в тилакоидах:
В — виолаксантин; З — зеаксантин; А — антераксантин; ВДЭ — виолаксантиндеэпоксидаза; PsbS —
субъединица ФС II; PQ — пластохинон, Цит — комплекс цитохромов; РС — пластоцианин
АТФ-синтаза
öĎ³¬² ¸¯±¨°´¯ª¨
þ¯±¨°´¯ª²¨é ³¬³§Ċ¨²¨
¤¸Ċ´³¨
Кальвина и в регуляции метаболизма клетки в целом [30, 49]. При осве-
щении изолированные тилакоиды аккумулируют на свету до 1 мкмоль
Н+/мг хлорофилла [29].
В результате этих процессов внутритилакоидное пространство под-
кисляется до рН 4,7—5,0. При насыщающей интенсивности света количе-
ство поглощенных из межтилакоидного пространства протонов составля-
ет 1 Н+ на одну молекулу хлорофилла при рН 6,0 и менее 0,2 Н+ при рН
8,0. При этом соотношение Н+/¬– в нативных условиях равно 3 [8].
Обычно величина �'рН в хлоропластах in vitro оценивается в 3,1—3,9
единиц рН [9, 57], и, соответственно, значения рН внутритилакоидного
пространства при насыщающем освещении — 3—4. Крамер в цикле ра-
бот, посвященных измерению величины ПДС in vivo при изменении ус-
ловий существования растений [6, 11, 31, 36, 38, 64, 72], установил, что
величина внутритилакоидного рН не падает ниже 5,8. Согласно его же
оценкам, при освещении интактных растений в равновесных условиях
величина �' �< составляет от 10 до 40 мВ. Этот диапазон �' �< соответствует
2—22 % �' µН+ при �' рН 3 единицы и 8—33 % при �' рН 2 единицы. Таким
образом, измерения, выполненные in vivo с использованием неинвазив-
ных спектральных методов [55], показали, что хотя �' �< составляет только
часть общего �'µН+, она может сильно изменить энергетический баланс
растения. Сохранение части энергии в форме �' �< позволяет избежать
чрезмерного закисления люмена и, таким образом, ингибирования рН-
зависимых процессов, негативно влияющего на фотосинтез [65].
Связь между �' рН и �' µН+ в хлоропластах. Один из подходов к оцен-
ке люменального рН состоит в определении величины �' µН+, необходи-
мой для энергетического обеспечения реакции синтеза или гидролиза
АТФ:
АДФ3– + НРО2– + tH+ �o АТФ4– + Н2О;
nH+
in �o nH+
out
При рН 8 фактор t �| 1, а фактор n численно равен количеству про-
тонов, перенесенных изнутри тилакоидов наружу при синтезе (гидроли-
зе) одной молекулы АТФ. Зависимость движущей силы фотофосфорили-
рования (или гидролиза АТФ) от �' µН+ описывается уравнением
�'G = �'Gp — n�' µН+ (n = H+/АТФ), (2)
где �'Gp — фосфатный потенциал.
Синтез АТФ возможен, если �'G < 0; в случае �'G > 0 образовавший-
ся ранее АТФ гидролизуется [3]. Когда �'G = 0, скорости обоих процес-
сов равны нулю, и можно определить параметр n. Чем выше n, тем боль-
ше величина �'GАТФ для данного �'µН+. От величины n зависит уровень
�'GАТФ, при котором начинается обратная регуляция через �' рН. Измере-
ние величины n для CF1CF0 проводилось на протяжении последних лет,
в ранних работах ее значение определяли как 2 [51], позднее — 3 [5] и 4
[34, 35, 62].
Предположив, что электрохимический градиент в хлоропластах
представлен только формой трансмембранного протонного градиента
�' рН, �'GАТФ = 40—50 кДж/моль, рН стромы 7,8, а реакция синтеза АТФ
близка к равновесию, значения внутритилакоидного рН, рассчитанные
по уравнениям (1) и (2), варьируют от 2 до 4 в зависимости от значения
параметра n. Если n = 4 или более, �' рН составляет 1,8—2,2 единиц рН,
39
ПРОТОННАЯ РЕГУЛЯЦИЯ
Физиология и биохимия культ. растений. 2010. Т. 42. № 1
тогда как при n = 2 �'рН будет 3,5—4,4 [6, 39]. Следовательно, синтез
АТФ возможен при относительно небольших значениях трансмембран-
ного протонного градиента, а значение рН в люменальном пространст-
ве тилакоидов при освещении не падает ниже 5,6. От концентрации сво-
бодных ионов водорода зависят как активность ферментов темновой
фазы фотосинтеза, локализованных в строме, так и функциональное со-
стояние переносчиков электронов и некоторых рН-чувствительных белко-
вых компонентов, обращенных в люмен. Кроме того, закисление люмена,
сопровождающее формирование �'рН, является центральным компонен-
том обратной связи в регуляторных системах фотосинтеза [38].
Связь между �'µН+ и активностью Н+-АТФазы. Транстилакоидный
�' µН+ необходим не только для обеспечения синтеза АТФ, но и для ак-
тивации АТФ-синтазы. Синтез АТФ осуществляется в ходе равновесно-
го фотосинтеза, так что нижний предел транстилакоидного �' рН можно
оценить, исходя из порогового уровня, который активирует АТФ-синта-
зу. Хангартер [23] заключил, что АТФ-синтаза, регуляторная �J-субъеди-
ница которой находится в восстановленном или светоадаптированном
состоянии, становится активной при �'GАТФ �| 45 кДж/моль. Отметим,
что в пределах ошибки эксперимента, по крайней мере, частичная акти-
вация имеет место при 38—45 кДж/моль. Эксперименты по рН-скачку в
изолированных тилакоидах показали, что �'рН около 2 единиц необхо-
дим для активации �J-субъединицы восстановленной АТФ-синтазы [28].
В интактных растениях �J-субъединица восстановленной АТФ-синтазы
хлоропластов может быть активирована одной полунасыщающей
вспышкой [37]. В общем оценки величины �' µН+, основанные на акти-
вации АТФ-синтазы, указывают на более низкий предел �' рН (1,7—2,6
единиц) в зависимости от величины n — 4 или 3. Если �'µН+ существует
только в форме �' рН, верхняя граница рН люмена (при низкой освещен-
ности, когда скорость фотосинтеза невелика) составляет от 5,2 до 6,1 (в
предположении, что стромальный рН равен 7,8) [39]. Можно ожидать,
что при насыщающих интенсивностях света рН люмена по крайней ме-
ре на единицу ниже этого порогового уровня.
В настоящее время выделяют следующие рН-зависимые процессы,
протекающие в люмене тилакоидов (см. рисунок): 1) активность цито-
хромного b6f-комплекса, являющегося «центральным» протонным насо-
сом в электронтранспортной цепи, значительно уменьшается уже при
рН < 6,5 из-за «обратного давления» �' рН, поэтому формирование высо-
ких �'рН на мембране приводит к замедлению ключевых фотосинтетиче-
ских реакций [7, 18]: 2) энергозависимое нефотохимическое тушение
возбуждения хлорофилла (qE) — процесс безопасной диссипации избыт-
ка световой энергии в тепло, активируется при закислении люмена [13,
53]; 3) протонирование остатков экспонированного в люмен пигмент-
связывающего белка антенны ФС II PsbS [41, 27] обеспечивает усло-
вия для нефотохимического тушения флуоресценции; 4) активация
виолаксантиндеэпоксидазы — фермента, локализованного в люмене,
катализирующего превращение виолаксантина в антераксантин и зеа-
ксантин [13, 44].
Два последних рН-индуцированных процесса, активируясь согла-
сованно, вызывают такие изменения в ФС II, в результате которых хло-
рофилл может передавать избыток энергии возбуждения зеаксантину,
который, возвращаясь в основное состояние, диссипирует «лишнюю»
энергию в тепло [27].
40
Е.К. ЗОЛОТАРЕВА
Физиология и биохимия культ. растений. 2010. Т. 42. № 1
Это особенно важно для понимания основ продуктивности расте-
ний, поскольку в стрессовых условиях избыток световой энергии может
нарушать регуляторные процессы, вызывая фотоингибирование [36]. Са-
мо по себе закисление люмена, если оно не отрегулировано должным
образом, может сенсибилизировать фотоингибирование РЦ. Эти связи
необходимо охарактеризовать количественно, чтобы понять, как актив-
ность фотосинтетического аппарата соотносится со скоростью биохими-
ческих процессов в растении в процессе адаптации и акклиматизации к
изменяющимся условиям выращивания.
Протонная буферная емкость хлоропластов. Изменение рН в биоло-
гических системах является мощным модулятором функциональной ак-
тивности многих ферментов. Диапазон этих изменений зависит от бу-
ферной емкости, величина которой сильно отличается в различных
компартментах клетки и определяется концентрацией подвижных бу-
ферных соединений (таких, как фосфат, аминокислоты, нуклеотиды и
т.д.), иммобилизованными буферными группами мембранных белков и
фосфолипидов.
Согласно Хелду и соавт. [26], величина буферной емкости (�E) стро-
мального пространства меньше, чем �Eвнутритилакоидного объема изо-
лированных интактных хлоропластов, а средние значения рô этих двух
буферных систем составляют соответственно 5,5 и 6,8. Предполагается,
что рН внутри тилакоида снижается при освещении с 8 до 5, внутрити-
лакоидный объем составляет 2 мкм3, стромальный объем — 30 мкм3,
внутритилакоидная буферная емкость в диапазоне рН между 6,5 и 8 —
30 нмоль Н+/(мкм3·ед. рН) при рН < 6,5 [66, 71].
Юнге [29] так же, как Аврон и соавт. [71], считал, что внутритила-
коидная буферность обеспечивается в основном заряженными белковы-
ми группами с рô около 5,2. Концентрация внутритилакоидных буфер-
ных групп при рН 7,2 составляет от 0,8 до 1 мМ [29]. Дилли [17] оценил
вклад аминогрупп лизина с аномальным рô в буферную емкость тилако-
идов и показал [14], что величина протонной буферной емкости тилако-
идных мембран при рН 7,8—8,2 составляет около 150 нмоль Н+/мг хло-
рофилла, из которой 30—40 нмоль принадлежит лизиновым остаткам с
аномально низким рôа (~7,5), а оставшаяся буферность скорее всего
обеспечивается карбоксильными группами. Такой резервуар протонов
может быть использован для аккумуляции Н+, необходимых для обеспе-
чения регуляции и синтеза АТФ. При этом существуют возможности
движения протонов через, вдоль или внутри мембраны путем смены их
связывания определенными протонакцепторными группами [17].
Организация путей переноса протонов. Один из постулатов хемиосмо-
тической теории состоит в том, что скорость диффузии протонов в воде
очень высока [14], поэтому протоны с высокими скоростями переносят-
ся через водную фазу в направлении АТФ-синтазы. Противоположная
точка зрения состояла в предположении существования специфических,
латеральных путей транслокации протонов [17]. Высказывались предпо-
ложения относительно существования в тилакоидных мембранах так
называемых «протонных доменов» [52] — участков с повышенной кон-
центрацией протонакцепторных групп, не находящихся в равновесии с
водной фазой [43, 67, 70]. Протоны, поступающие от светозависимых
генерирующих помп, в конечном счете выносятся из тилакоида через
протонпроводящий путь АТФ-синтазы. Вопрос, каким образом органи-
зована транслокация протонов между генерирующей и потребляющей
41
ПРОТОННАЯ РЕГУЛЯЦИЯ
Физиология и биохимия культ. растений. 2010. Т. 42. № 1
помпами, стал одним из наиболее дискуссионных при обосновании
хемиосмотической теории электрохимического сопряжения [3]. Соглас-
но Дилли [17], буферные группы тилакоидных мембран, участвующие в
светозависимом поглощении протонов и формирующие специфический
протонпроводящий путь, обеспечивают транслокацию протонов от Н+-
генерирующих центров к протонным каналам АТФ-синтаз. На протяже-
нии почти 40 лет вопрос организации путей транслокации протонов
между генерирующей и потребляющей протонными помпами принадле-
жал к наиболее обсуждаемым проблемам биоэнергетики [3, 73]. Сторо-
нами дискуссии выступали приверженцы осмотического принципа рас-
пространения протонов через объем обводненного компартмента [3, 38]
и сторонники теории «локального сопряжения» [33, 73], считавшие, что
протоны транспортируются по выделенным путям в мембране или при-
мембранных слоях.
В последние годы в связи с появлением новых экспериментальных
данных проблеме организации перноса протонов между протонгенери-
рующими комплексами и протонными каналами, отстоящими от источ-
ника на значительном расстоянии, вновь уделяется большое внимание
[2, 10, 17].
В первую очередь следует упомянуть работы, в которых оценивает-
ся скорость диффузии протонов в матриксах живой клетки [19, 30, 49].
Цитоплазма и матрикс, заключенный в объемах различных органелл,
представляют собой довольно концентрированные белковые растворы,
содержащие значительные концентрации фосфата, аминокислот и дру-
гих соединений, имеющих буферные группы, способные к протониро-
ванию при физиологических значениях рН. Обычно их концентрация
составляет от 10–3 до 10–2 М. Поэтому диффузия ионов и низкомолеку-
лярных соединений внутри клеток происходит гораздо медленнее, чем в
водных растворах [4]. Так, в миоцитах кажущийся коэффициент диффу-
зии протонов составляет DH
каж = (8—12,5)·10–7 см2/с, что более чем в 200
раз меньше, чем DH
каж в воде. В некоторых случаях замедление диффу-
зии происходит из-за связывания ионов или молекул с относительно не-
подвижными внутриклеточными компонентами, такими как мембрано-
связанные органеллы или элементы цитоскелета. Если это связывание
линейно и обратимо, то концентрация связанных молекул всегда про-
порциональна концентрации свободных молекул с константой R. В этом
случае кажущийся коэффициент диффузии равен D/(1 + R), где D — ко-
эффициент свободной диффузии в цитоплазме (значение которого долж-
но быть меньшим, чем в водном растворе из-за физических факторов,
таких как более высокая вязкость). Ионы и низкомолекулярные соеди-
нения могут также связываться с подвижными внутриклеточными ком-
понентами, например с анионами фосфата или другими низкомоле-
кулярными анионами. Этот тип связывания также влияет на значение
кажущегося коэффициента диффузии. Выражение для кажущегося коэф-
фициента диффузии протонов при наличии подвижных и иммобилизован-
ных буферных групп, было выведено Юнге и МакЛаулином [30]:
�������������������������������������' �+������
�' �+�0�>�0�h�[�s�@
�. �0
�' �+
�d�Z�`�����
��������������������������������������
�>�0�h�[�s�@
�. �0
������
�>�)�h�[�s�@
�. �)
42
Е.К. ЗОЛОТАРЕВА
Физиология и биохимия культ. растений. 2010. Т. 42. № 1
где DH — коэффициент диффузии свободных протонов в водной фазе;
DHМ — коэффициент диффузии подвижных буферов; [ûобщ] — общая
концентрация подвижных буферных групп; [Fобщ] — общая концентрация
фиксированных буферных групп; ôм — константа ионизации подвижных
буферных групп; ôF — константа ионизации фиксированных буферных
групп.
Это выражение справедливо только при значениях рН, значительно
превышающих рô буферных групп, и иллюстрирует три особенности
диффузии протонов в буферных растворах: 1) кажущийся коэффициент
диффузии протонов всегда меньше, чем коэффициент диффузии свобод-
ных протонов; 2) увеличение концентрации иммобилизованных буфер-
ных групп всегда уменьшает DH
каж; 3) увеличение концентрации подвиж-
ных буферов может увеличивать DH
каж при наличии иммобилизованных
буферных групп.
Теоретический анализ процесса диффузии протонов в растворах
белков и многочисленные экспериментальные исследования свидетель-
ствуют в пользу того, что свободная диффузия является довольно неэф-
фективным механизмом транспорта протонов из-за того, в частности,
что при физиологических значениях рН и в стационарных условиях гра-
диенты концентрации ионов водорода в пределах компартмента не пре-
вышают 10–7—10–8 М [18]. Коэффициент диффузии свободных протонов
в водных растворах при 25 °С составляет 9,3·10–5 см2/с [4], в физиологи-
ческих условиях концентрация буферных веществ — от 10–3 до 10–2 М.
Такие различия в концентрации Н+ сопровождаются разницей в кон-
центрации ионов водорода, связанных с буферными группами, по край-
ней мере от 10–3 до 10–2 М или более. Эта значительно более высокая
разница концентраций связанных протонов компенсируется низкими
значениями коэффициентов диффузии мобильных буферов: коэффици-
ент диффузии такого подвижного буфера, как фосфат, имеет тот же по-
рядок величины, что и НСО3
– (7,0·10–6 см2/с). Как показали Гирс и Грос
[19], облегченный диффузией фосфата перенос протонов более чем в
10 000 раз эффективнее, чем свободная диффузия Н+. Высокоэффектив-
ным способом транспорта протонов является не только диффузия низ-
комолекулярных буферных веществ, но и диффузия белковых буферов
[2]. С участием очень больших белковых молекул облегченный транс-
порт протонов происходит эффективно не только при поступательном,
но и при вращательном движении белка. Показано также, что диффузия
протонов является обязательной составной частью облегченной диффу-
зии НСО3
– и одновременной диффузии СО2 [20].
При обсуждении возможности и кинетических преимуществ лате-
рального переноса протонов по поверхности мембраны или по границе
раздела фаз мембрана—вода высказывались предположения, что лате-
ральный перенос происходит с более высокими скоростями, чем простая
диффузия через объемную фазу [2, 10, 22, 25, 32, 33, 45, 47, 50].
Результаты ряда экспериментов показали, что кажущийся ток через
единичный протонный канал возникает раньше, чем можно объяснить,
исходя из максимальной теоретически возможной скорости простой
диффузии протонов к каналу [12]. В незабуференных растворах домини-
рует поверхностная проводимость, тогда как в буферных преобладаю-
щий путь зависит от концентрации протонируемого буфера и эффектив-
ного размера протонсобирающей «антенны» [21, 54]. Понятие протонная
«антенна» сформировалось при анализе переноса протонов вдоль по-
43
ПРОТОННАЯ РЕГУЛЯЦИЯ
Физиология и биохимия культ. растений. 2010. Т. 42. № 1
верхности, имеющей множественные отрицательно заряженные цент-
ры, которые могут «собирать» протоны и переносить их к протонному
каналу. Скорость реакции протонирования обычно чрезвычайно высока
и лимитируется только диффузией с типичной константой скорости
1,6·1010 (моль · с)–1 [21, 54]. Одной из наиболее быстрых известных ре-
акций рекомбинации является рекомбинация Н+ и ОН– (константа ско-
рости 1,4·1011 (моль · с)–1 [15]. Однако в биологических мембранах ино-
гда наблюдаются еще более высокие скорости протонирования. Так,
аномально высокая константа скорости протонирования зарегистрирова-
на для Са2+-канала — 4·1011 (моль · с)–1, что объясняется отрицательным
зарядом сайта и сближением силовых линий электрического поля из-за
локализации сайта в узком преддверии канала, вследствие чего электри-
ческое притяжение усиливается [12]. Если две заряженные группы рас-
положены достаточно близко относительно друг друга на поверхности
мембраны, их кулоновские радиусы перекрываются и кажущаяся кон-
станта скорости второго порядка, характеризующая скорость переноса
протона от одной группы к другой, может достигать значений 1012 —
6·1012 (моль · с)–1 и более высоких [21, 54].
Вероятность того, что протон, связанный на границе раздела мемб-
рана—вода с центром, имеющим заряд —1, будет перенесен без выхода
в водную фазу к соседнему сайту, также имеющему заряд —1, рассчиты-
вается по уравнению Дебая—Смолуховского и составляет почти 100 %,
если расстояние между зарядами 1,2 нм и снижается до ~40 %, если рас-
стояние между зарядами 6,0 нм [54]. Таким образом, имеющиеся данные
подтверждают, что в плоскости мембраны возможен быстрый латераль-
ный перенос протонов. Недавно Мулкиджанян и соавт. [2] обнаружили,
что обмен протонами между поверхностью мембраны и объемной вод-
ной фазой происходит за время >1 мс из-за наличия кинетического
барьера для ионов. В то же время диффузия протонов вдоль поверхнос-
ти мембраны остается свободной и быстрой; обмен протонами между
соседними ферментами происходит за микросекунды. Эти данные под-
тверждают гипотезу Келла [33], который рассматривал возможность бы-
строго «распространения выброшенных» протонов по поверхности мем-
браны в условиях затрудненного протонного уравновешивания с
внешней водной фазой. В этом случае даже в стационарном состоянии
значение локального рН на поверхности мембраны (surface pHS) может
отличаться от рН водной фазы (bulk pHB).
Таким образом, проблема организации переноса протонов в тила-
коидной мембране требует дополнительного серьезного изучения в свя-
зи с открывшимися в последнее время новыми фактами. В частности,
необходимо исследовать возможное участие СО2-бикарбонатной систе-
мы в облегчении переноса протонов от генерирующих протонных помп
к протонным каналам АТФ-синтазы и роль множественных форм кар-
боангидразы (КА) в этом процессе.
Тилакоидные мембраны уже после их выделения из интактных хло-
ропластов содержат значительные количества связанного бикарбоната
[61]. В последние годы появилась серия работ, выполненных с привле-
чением метода конфокальной микроскопии и показавших, что перенос
протонов во внутреннем компартменте миоцитов значительно облегча-
ется при наличии бикарбонатного буфера [60, 76]. При изучении роли
СО2/НСО3
– во внутриклеточном переносе протонов показано, что СО2-
бикарбонатный обмен, катализируемый внутренней КА, в несколько раз
44
Е.К. ЗОЛОТАРЕВА
Физиология и биохимия культ. растений. 2010. Т. 42. № 1
ускоряет диффузию протонов и, что особенно важно, обеспечивает про-
странственную однородность рН в пределах компартмента [60, 76].
Исходя из того что буфер СО2/НСО3
– есть во всех эукариотических
клетках, его участие в облегчении подвижности внутриклеточных прото-
нов Н+
in вероятно играет фундаментальную роль. Для реализации этой
роли необходима активация КА [1, 46, 61], что связано с низкими ско-
ростями некаталитической химической интерконверсии СО2/НСО3
–.
Для достижения равновесия в реакции СО2 + Н2О �l НСО3
– + Н+ требу-
ется по крайней мере 30 с, а при наличии внутриклеточных буферов —
значительно больше времени (5 мин) [63]. Доказательство участия внут-
риклеточной КА в регуляции внутриклеточной подвижности Н+ и, сле-
довательно, в пространственном выравнивании внутриклеточного рН
было получено методом конфокальной микроскопии при изучении про-
странственных неоднородностей рНin, индуцированных мембранным
транспортом углекислоты в эпителиальных дуоденальных энтероцитах и
миоцитах сердечной мышцы различных организмов [60, 63, 76].
В последние годы показано, что хлоропласты высших растений со-
держат множественные формы карбоангидразы — растворимые и мемб-
раносвязанные [1, 42]. Функциональная роль КА хлоропластов не впол-
не выяснена [46]. Совсем недавно установлено, что роль НСО3
– и КА,
локализованной вблизи ФС II, состоит в облегчении удаления протонов,
образующихся при разложении воды [59]. Эти сведения дают основание
предполагать, что бикарбонат вносит вклад в буферную емкость тилако-
идов, а множественные формы КА участвуют в поддержании высокой
внутритилакоидной концентрации бикарбоната и организации фотосин-
тетического транспорта протонов.
1. ÷«²¨¸´©¨ ö.ô., ĉ·ª¬²°´ ø.ø., ßĊ¯¶¸¯² û.¤., ÷©¨²´© õ.ø. Гетерогенная природа карбо-
ангидразной активности тилакоидных мембран // Биохимия. — 2006. — 71, № 2. —
С. 651—659.
2. û·±°¯ªÓ¨²é² Ý.Ç., ЬĊ¬µ¨²´© .Ý., ߬§¬Ċ±¬ ÷., č²«¬ ó. Динамика переноса протона на
границе раздела фаз мембрана/вода и механизм биологического преобразования энер-
гии // Там же. — 2005. — 70, № 2. — С. 308—314.
3. ¤°·±¨è¬© ó.ú. Энергетика биологических мембран. — М.: Наука, 1989. — 564 с.
4. Al-Baldawi N.F., Abercrombie R.F. Cytoplasmic hydrogen ion diffusion coefficient // Biophys.
J. — 1992. — 61, N 6. — P. 1470—1479.
5. Avenson T.J., Cruz J.A., Kanazawa A., Kramer D.M. Regulating the proton budget of higher
plant photosynthesis // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. — 2005. — 102, N 27. — P. 9709—9713.
6. Baker N.R., Harbinson J., Kramer D.M. Determining the limitations and regulation of photo-
synthetic energy transduction in leaves // Plant Cell Environ. — 2007. — 30, N 9. — P. 1107—
1125.
7. Barbagallo R.P., Breyton C., Finazzi G. Kinetic effects of the electrochemical proton gradient
on plastoquinone reduction at the Qi site of the cytochrome b6f complex // J. Biol. Chem. —
2000. — 275, N 34. — P. 26121—26127.
8. Berry S., Rumberg B. Proton to electron stoichiometry in electron transport of spinach thy-
lakoids // Biochim. Biophys. Acta. — 1999. — 1410, N 2. — P. 246—261.
9. Bizouarn T., de Kouchkovsky Y., Haraux F. Photophosphorylation at variable ADP concentra-
tion but constant �' pH in lettuce thylakoids: Effects of �' pH and phosphate on the apparent
affinity for ADP // Ibid. — 1989. — 974, N 1. — P. 104—113.
10. Cherepanov D., Junge W., Mulkidjanian A.Y. Proton transfer dynamics at the membrane/water
interface: dependence on the fixed and mobile pH buffers on the size and form of membrane
particles and on the interfacial potential barrier // Biophys. J. — 2004. — 86, N 2. — P. 665—
680.
11. Cruz J.A., Sacksteder C.A., Kanazawa A., Kramer D.M. Contribution of electric field (�'�< ) to
steady-state transthylakoid proton motive force (pmf) in vitro and in vivo. Control of pmf
parsing into �'�< and �' pH by ionic strength // Biochemistry. — 2001. — 40, N 5. — P. 1226—
1237.
45
ПРОТОННАЯ РЕГУЛЯЦИЯ
Физиология и биохимия культ. растений. 2010. Т. 42. № 1
12. Decoursey T.E. Voltage-gated proton channels and other proton transfer pathways // Physiol.
Rev. — 2003. — 83, N 2. — P. 475—579.
13. Demmig-Adams B., Adams W.W. III, Ebbert V., Logan B.A. Ecophysiology of the xanthophyll
cycle // The photochemistry of carotenoids / H.A. Frank, A.J. Young, G. Britton, R.J. Cog-
dell (eds.) — Dordrecht: Kluwer Acad. Publ., 1999. — P. 245—269.
14. Dilley R.A., Theg S.M., Beard W.A. Membrane-proton interactions in chloroplast bioenerge-
tics: Localized proton domains // Annu. Rev. Plant Physiol. — 1987. — 38. — P. 347—389.
15. Eigen M. Proton transfer, acid-base catalysis, and enzymatic hydrolysis // Angew. Chem. Int.
Ed. Engl. — 1964. — 3, N 1. — P. 1—19.
16. Enser U., Heber U. Metabolic regulation by pH gradients. Inhibition of photosynthesis by indi-
rect proton transfer across the chloroplast envelope // Biochim. Biophys. Acta. — 1980. —
592, N 4. — P. 577—591.
17. Ewy R.G., Dilley R.A. Distinguishing between luminal and localized proton buffering pools in
thylakoid membranes // Plant Physiol. — 2000. — 122, N 2. — P. 583—596.
18. Finazzi G., Rappaport F., Furia A. et al. Involvement of state transitions in the switch between
linear and cyclic electron flow in Chlamydomonas reingardtii // EMBO Rep. — 2002. — 3, N
3. — P. 280—285.
19. Geers C., Gros G. Carbon dioxide transport and carbonic anhydrase in blood and muscle //
Physiol. Rev. — 2000. — 80, N 2. — P. 681—715.
20. Groth G., Junge W. Proton slip of the chloroplast ATPase: Its nucleotide dependence, ener-
getic threshold and relation to an alternating site mechanism of catalysis // Biochemistry. —
1993. — 32, N 12. — P. 8103—8111.
21. Gutman M., Nachliel E. Time-resolved dynamics of proton transfer in proteinous systems //
Annu. Rev. Phys. Chem. — 1997. — 48. — P. 329—356.
22. Haines T.H. Anionic lipid headgroups as a proton-conducting pathway along the surface of
membranes: a hypothesis // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. — 1983. — 80, N 1. — P. 160—
164.
23. Hangarter R.P., Grandoni P., Ort D.R. The effects of chloroplast coupling factor reduction on
the energetics of activation and on the energetics and efficiency of ATP formation // J. Biol.
Chem. — 1987. — 262, N 28. — P. 13513—13519.
24. Hauser M., Eichelmann H., Heber U., Laisk A. Chloroplast pH values and buffer capacities in
darkened leaves as revealed by CO2 solubilization in vivo // Planta. — 1995. — 196, N 2. —
P. 199—204.
25. Heberle J., Riesle J., Thiedemann G. et al. Proton migration along the membrane surface and
retarded surface to bulk transfer // Nature. — 1994. — 370, N 6488. — P. 379—382.
26. Heldt H.W., Werdan K., Milovancev M., Gellen G. Alkalinization of the chloroplast stroma
caused by light-dependent proton flux into the thylakoid space // Biochem. Biophys. Acta. —
1973. — 314, N 2. — P. 224—241.
27. Horton P., Ruban A.V. Molecular design of the photosystem II light-harvesting antenna:
Photosynthesis and photoprotection // J. Exp. Bot. — 2005. — 56, N 411. — P. 365—373.
28. Junesch U., Graber P. The rate of ATP synthesis as a function of �' pH in normal and dithio-
threitol-modified chloroplasts // Biochim. Biophys. Acta. — 1985. — 809, N 3. — P. 429—
434.
29. Junge W., Auslander W., McGeer A.J., Runge T. The buffering capacity of the internal phase
of thylakoids and the magnitude of the pH changes inside under flashing light // Ibid. —
1979. — 546, N 1. — P. 121—141.
30. Junge W., McLaughlin S. The role of fixed and mobile buffers in the kinetics of proton move-
ment // Ibid. — 1987. — 890, N 1. — P. 1—5.
31. Kanazawa A., Kramer D.M. In vivo modulation of nonphotochemical exciton quenching
(NPQ) by regulation of the chloroplast ATP synthase // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. — 2002. —
99, N 20. — P. 12789—12794.
32. Kasianowicz J., Benz R., McLaughlin S. How do protons cross the membrane-solution inter-
face? Kinetic studies on bilayer membranes exposed to the protonophore S-13 (5-chloro-3-
tert-butyl-2’-chloro-4’-nitrosalicylanilide) // J. Membrane Biol. — 1987. — 95, N 1. — P. 73—
89.
33. Kell D.B. On the functional proton current pathway of electron transport phosphorylation. An
electrodic view // Biochim. Biophys. Acta. — 1979. — 549, N 1. — P. 55—99.
34. Kobayashi Y., Heber U. Rates of vectorial proton transport supported by cyclic electron flow
during oxygen reduction by illuminated intact chloroplasts // Photosynth. Res. — 1994. — 41,
N 3. — P. 419—428.
35. Kobayashi Y., Kaiser W., Heber U. Bioenergetics of carbon assimilation in intact chloroplasts:
Coupling of proton to electron transport at the ratio H+/e– = 3 is incompatible with
H+/ATP = 3 in ATP synthesis // Plant Cell Physiol. — 1995. — 36, N 8. — P. 1629—1637.
46
Е.К. ЗОЛОТАРЕВА
Физиология и биохимия культ. растений. 2010. Т. 42. № 1
36. Kramer D.M., Avenson T.J., Edwards G.E. Dynamic flexibility in the light reactions of photo-
synthesis governed by both electron and proton transfer reactions // Trends Plant Sci. —
2004. — 9, N 7. — P. 349—357.
37. Kramer D.M., Crofts A.R. Activation of the chloroplast ATPase measured by the electrochromic
change in leaves of intact plants // Biochim. Biophys. Acta. — 1989. — 976, N 1. — P. 28—41.
38. Kramer D.M., Cruz J.A., Kanazawa A. Balancing the central roles of the thylakoid proton gra-
dient // Trends Plant Sci. — 2003. — 8, N 1. — P. 27—32.
39. Kramer D.M., Sacksteder C.A., Cruz J.A. How acidic is the lumen? // Photosynth. Res. —
1999. — 60, N 2. — P. 151—163.
40. Krieger A., Moya I., Weis E. Energy-dependent quenching of chlorophyll a fluorescence. Effect
of pH on stationary fluorescence and picosecond-relaxation kinetics in thylakoids membranes
and photosystem II preparations // Biochim. Biophys. Acta. — 1992. — 1102, N 2. — P. 167—
176.
41. Li X.P., Gilmore A.M., Caffarri S. et al. Regulation of photosynthetic light harvesting invol-
ves intrathylakoid lumen pH sensing by the PsbS protein // J. Biol. Chem. — 2004. — 279,
N 22. — P. 22866—22874.
42. Lu Y.K., Theg S.M., Stemler A.J. Carbonic anhydrase activity of the photosystem II OEC33
protein from pea // Plant Cell Physiol. — 2005. — 46, N 1. — P. 1—10.
43. Lubbers K., Junge W. Is the proton release due to water oxidation directly coupled to events
in the manganese-centre? // Current research in photosynthesis / M. Baltscheffsky (ed.). —
Dordrecht: Kluwer Acad. Publ., 1990. — 1. — P. 877—880.
44. Ma Y.Z., Holt N.E., Li X.P. et al. Evidence for direct carotenoid involvement in the regula-
tion of photosynthetic light harvesting // Proc. Nat. Acad. Sci USA. — 2003. — 100, N 8. —
P. 4377—4382.
45. Morgan H., Taylor D.M., Oliveira O.N. Proton transport at the monolayer water interface //
Biochim. Biophys. Acta. — 1991. — 1062, N 2. — P. 149—156.
46. Moskvin O.V., Shutova T.V., Khristin M.S. et al. Carbonic anhydrase activities in pea thy-
lakoids. A photosystem II core complex-associated carbonic anhydrase // Photosynth. Res. —
2004. — 79, N 1. — P. 93—100.
47. Nachliel E., Gurman M. Kinetic analysis of proton transfer between reactants adsorbed to the
same micelle. The effect of proximity on the rate constants // Eur. J. Biochem. — 1984. —
143, N 1. — P. 83—88.
48. Pfundel E.E., Renganathan M., Gilmore A.M. et al. Intrathylakoid pH in isolated pea chloro-
plasts as probed by violaxanthin deepoxidation // Plant Physiol. — 1994. — 106, N 4. —
P. 1647—1658.
49. Portis A., Chon C.J., Mosbach A., Heldt H.W. Fructose and sedoheptulose-bisphosphatase. The
site of possible control of CO2 fixation by light-dependent changes of the stromal Mg2+ con-
centration // Biochim. Biophys. Acta. — 1977. — 461, N 2.— P. 313—323.
50. Prats M., Tocanne J.-F., Teissie J. Lateral proton conduction at a lipid/water interface. Effect
of lipid nature and ionic content of the aqueous phase // Eur. J. Biochem. — 1987. — 162,
N 2. — P. 379—385.
51. Reeves S.G., Hall D.O. The stoichiometry (ATP/2e ratio) of noncyclic electron photophos-
phorylation in isolated chloroplasts // Biochim. Biophys. Acta. — 1973. — 314, N 1. — P. 66—
78.
52. Ro H.-A., Carson J.H. pH microdomains in Oligodendrocytes // J. Biol. Chem. — 2004. —
279, N 35. — P. 37115—37123.
53. Ruban A.V., Walters R.G., Horton P. The molecular mechanism of the control of excitation
energy dissipation in chloroplast membranes. Inhibition of �' pH quenching of chlorophyll flu-
orescence by DCCD // FEBS Lett. — 1992. — 309, N 1. — P. 175—179.
54. Sacks V., Marantz Y., Aagaad A. et al. The dynamic feature of the proton collecting antenna
of a protein surface // Biochim. Biophys. Acta. — 1998. — 1365, N 2. — P. 232—240.
55. Sacksteder C.A., Jacoby M.E., Kramer D.M. A portable, non-focusing optics spectrometer
(NoFOSpec) for measurements of steady-state absorbance changes in intact plants //
Photosynth. Res. — 2001. — 70, N 3. — P. 231—240.
56. Saxena A.M., Udgaonkar J.B., Krishnamoorthy G. Protein dynamics control proton transfer
from bulk solvent to protein interior: a case study with a green fluorescent protein // Protein
Sci. — 2005. — 14, N 7. — P. 1787—1799.
57. Schonfeld M., Neumann J. Proton conductance of the thylakoid membrane modulation by
light // FEBS Lett. — 1977. — 73, N 1. — P. 51—54.
58. Segalla A., Szabo I., Costantini P., Giacometti G.M. Study of the effect of ion channel modu-
lators on photosynthetic oxygen evolution // J. Chem. Inf. Model. — 2005. — 45, N 6. —
P. 1691—1700.
47
ПРОТОННАЯ РЕГУЛЯЦИЯ
Физиология и биохимия культ. растений. 2010. Т. 42. № 1
59. Shutova T., Kenneweg H., Buchta J. et al. The photosystem II-associated Cah3 in
Chlamydomonas enhances the O2 evolution rate by proton removal // EMBO J. — 2008. —
27, N 5. — P. 782—791.
60. Spitzer K.W., Skolnick R.L., Peercy B.E. et al. Facilitation of intracellular H+-ion mobility by
CO2/HCO3
– in rabbit ventricular myocytes is regulated by carbonic anhydrase // J. Physiol. —
2002. — 541, N 1. — P. 159—167.
61. Stemler A.J. The bicarbonate effect, oxygen evolution, and the shadow of Otto Warburg //
Photosynth. Res. — 2002. — 73, N 1—3. — P. 177—183.
62. Strotmann H., Lohse D. Determination of the H+/ATP ratio of the H+ transport-coupled
reversible chloroplast ATPase reaction by equilibrium studies // FEBS Lett. — 1988. — 229,
N 2. — P. 308—312.
63. Swietach P., Spitzer K.W., Vaughan-Jones R.D. pH-Dependence of extrinsic and intrinsic H+-
ion mobility in the rat ventricular myocyte, investigated using flash photolysis of a caged-H+
compound // Biophys. J. — 2007. — 92, N 2. — P. 641—653.
64. Takizawa K., Cruz J.A., Kanazawa A., Kramer D.M. The thylakoid proton motive force in vivo.
Quantitative, non-invasive probes, energetics, and regulatory consequences of light-induced
pmf // Biochim. Biophys. Acta. — 2007. — 1767, N 10. — P. 1233—1244.
65. Takizawa K., Kanazawa A., Kramer D.M. Depletion of stromal P(i) induces high ‘energy-
dependent’ antenna exciton quenching (q(E)) by decreasing proton conductivity at CF0-CF1
ATP synthase // Plant Cell Environ. — 2008. — 31, N 2. — P. 235—243.
66. Tester M., Blatt M.R. Direct measurement of K+ channels in thylakoid membranes by incor-
poration of vesicles into planar lipid bilayers // Plant Physiol. — 1989. — 91, N 1. — P. 249—
252.
67. Theg S.M., Homann P.H. Light-, pH-, and uncoupler-dependent association of chloride with
chloroplast thylakoids // Biochim. Biophys. Acta. — 1982. — 679, N 2. — P. 221—234.
68. Tiemann R., Witt H.T. Salt dependence of electrical potential at the photosynthetic membrane
in steady-state light and its structural consequence // Ibid. — 1982. — 681, N 2. — P. 202—
211.
69. Van Kooten O., Snel J.F.H., Vredenberg W.J. Photosynthetic free energy transduction rela-
ted to the electric potential changes across the thylakoid membrane // Photosynth. Res. —
1986. — 9, N 2. — P. 211—227.
70. Wacker U., Haag E., Renger G. Investigation of pH-change-patterns of photosystem-II mem-
brane fragments from spinach // Current research in photosynthesis / M. Baltscheffsky (ed.). —
Dordrecht: Kluwer Acad. Publ., 1990. — 1. — P. 869—872.
71. Walz D., Goldstein L., Avron M. Determination and analysis of the buffer capacity of isolated
chloroplasts in the light and in the dark // Eur. J. Biochem. — 1974. — 47, N 3. — P. 403—
444.
72. Werdan K., Heldt H.W., Milovacev M. The role of pH in the regulation of carbon fixation in
the light and dark // Biochim. Biophys. Acta. — 1975. — 396, N 2. — P. 276—292.
73. Williams R.J.P. The multivarious couplings of energy transduction // Ibid. — 1978. — 505,
N 1. — P. 1—44.
74. Woodrow G.E., Berry J.A. Regulation of photosynthetic CO2 fixation in C3 plants // Annu.
Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. — 1988. — 39. — P. 533—594.
75. Wu W., Berkowitz G.A. Stromal pH and photosynthesis are affected by electroneutral K+ and H+
exchange through chloroplast envelope ion channels // Plant Physiol. — 1992. — 98, N 3. —
P. 666—672.
76. Zaniboni M., Swietach P., Rossini A. et al. Intracellular proton mobility and buffering power in
cardiac ventricular myocytes from rat, rabbit, and guinea pig // Amer. J. Physiol. Heart Circ.
Physiol. — 2003. — 285, N 3. — P. H1236—H1246.
Получено 25.05.2009
ПРОТОННА РЕГУЛЯЦIЯ ПРОЦЕСIВ ФОТОСИНТЕТИЧНОЇ ТРАНСФОРМАЦIЇ
ЕНЕРГIЇ
ù.ô. ¢´±´¸¨Ċ¿´©¨
Iнститут ботаніки ім. М.Г. Холодного Національної академії наук України, Київ
Трансмембранний протонний градієнт, який формується у тилакоїдах унаслідок фотосин-
тетичного перенесення протонів, є не тільки енергетичним інтермедіатом, а й виконує
48
Е.К. ЗОЛОТАРЕВА
Физиология и биохимия культ. растений. 2010. Т. 42. № 1
важливу регуляторну і сигнальну роль. Світлозалежні зміни рН в компартментах хлоропла-
сту впливають на швидкість перенесення електронів по фотосинтетичному електронтран-
спортному ланцюгу, нефотохімічне гасіння флуоресценції хлорофілу, оборотну редокс-
трансформацію ксантофілів (так званий віолаксантиновий цикл), функціональний стан
АТФ-синтази, активність ферментів темнової фази фотосинтезу. В огляді наведено дані
про величину і природу протонної буферної ємності тилакоїдів, розглянуто питання обме-
женої ролі дифузії в перенесенні протонів у клітині, організації специфічних шляхів транс-
порту протонів від центрів вивільнення Н+ до АТФ-синтази.
PROTONIC REGULATION OF THE PROCESS OF PHOTOSYNTHETIC ENERGY
TRANSFORMATION
E.K. Zolotareva
N.G. Kholodny Botany Institute, National Academy of Sciences of Ukraine
2 Tereshchenkivska St., Kyiv, 01601, Ukraine
Transmembrane proton gradient formed in thylakoids in the process of photosynthetic proton
transfer is not only energetic intermediate, but also plays important regulatory and signaling roles.
Light-dependent pH-changes in chloroplast compartments are affected the rate of electron trans-
fer in photosynthetic electron transport chain, nonphotochemical quenching of chlorophyll fluo-
rescence, reversible redox transformation of xanthophylls (so-called violaxantin cycle), functional
status of ATPsynthase, the activity of enzymes of dark phase of photosynthesis. The data con-
cerning the value and nature of thylakoid proton buffer capacity, the limited contribution of free
diffusion in the intracellular proton transport and specific pathways from the centers of H+ release
to ATPsynthase are presented in the review.
Key words: photosynthesis, chloroplast, coupling, transmembrane proton gradient, electron trans-
fer, photophosphorylation.
49
ПРОТОННАЯ РЕГУЛЯЦИЯ
Физиология и биохимия культ. растений. 2010. Т. 42. № 1
|
| id | nasplib_isofts_kiev_ua-123456789-66262 |
| institution | Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine |
| issn | 0522-9310 |
| language | Russian |
| last_indexed | 2025-12-07T15:57:48Z |
| publishDate | 2010 |
| publisher | Iнститут фізіології рослин і генетики НАН України |
| record_format | dspace |
| spelling | Золотарева, Е.К. 2014-07-09T17:50:10Z 2014-07-09T17:50:10Z 2010 Протонная регуляция процессов фотосинтетической трансформации энергии / // Физиология и биохимия культурных растений. — 2010. — Т. 42, № 1. — С. 37-49. — Бібліогр.: 76 назв. — рос. 0522-9310 https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/66262 577.39.5 Трансмембранный протонный градиент, формирующийся в тилакоидах вследствие фотосинтетического переноса протонов, является не только энергетическим интермедиатом, но и выполняет важную регуляторную и сигнальную роль. Светозависимые изменения рН в компартментах хлоропласта оказывают влияние на скорость переноса электронов по фотосинтетической электронтранспортной цепи, нефотохимическое тушение флуоресценции хлорофилла, обратимую редокстрансформацию ксантофиллов (так называемый виолаксантиновый цикл), функциональное состояние АТФ-синтазы, активность ферментов темновой фазы фотосинтеза. В обзоре приведены данные о величине и природе протонной буферной емкости тилакоидов, рассмотрены вопросы ограниченной роли диффузии в переносе протонов в клетке, организации специфических путей транспорта протонов от центров высвобождения Н+ к АТФ-синтазе. Трансмембранний протонний градієнт, який формується у тилакоїдах унаслідок фотосинтетичного перенесення протонів, є не тільки енергетичним інтермедіатом, а й виконує важливу регуляторну і сигнальну роль. Світлозалежні зміни рН в компартментах хлоропласту впливають на швидкість перенесення електронів по фотосинтетичному електронтранспортному ланцюгу, нефотохімічне гасіння флуоресценції хлорофілу, оборотну редокстрансформацію ксантофілів (так званий віолаксантиновий цикл), функціональний стан АТФ-синтази, активність ферментів темнової фази фотосинтезу. В огляді наведено дані про величину і природу протонної буферної ємності тилакоїдів, розглянуто питання обмеженої ролі дифузії в перенесенні протонів у клітині, організації специфічних шляхів транспорту протонів від центрів вивільнення Н+ до АТФ-синтази. Transmembrane proton gradient formed in thylakoids in the process of photosynthetic proton transfer is not only energetic intermediate, but also plays important regulatory and signaling roles. Light-dependent pH-changes in chloroplast compartments are affected the rate of electron transfer in photosynthetic electron transport chain, nonphotochemical quenching of chlorophyll fluorescence, reversible redox transformation of xanthophylls (so-called violaxantin cycle), functional status of ATPsynthase, the activity of enzymes of dark phase of photosynthesis. The data concerning the value and nature of thylakoid proton buffer capacity, the limited contribution of free diffusion in the intracellular proton transport and specific pathways from the centers of H+ release to ATPsynthase are presented in the review. ru Iнститут фізіології рослин і генетики НАН України Физиология и биохимия культурных растений Протонная регуляция процессов фотосинтетической трансформации энергии Протонна регуляцiя процесiв фотосинтетичної трансформацiї енергiї Protonic regulation of the process of photosynthetic energy transformation Article published earlier |
| spellingShingle | Протонная регуляция процессов фотосинтетической трансформации энергии Золотарева, Е.К. |
| title | Протонная регуляция процессов фотосинтетической трансформации энергии |
| title_alt | Протонна регуляцiя процесiв фотосинтетичної трансформацiї енергiї Protonic regulation of the process of photosynthetic energy transformation |
| title_full | Протонная регуляция процессов фотосинтетической трансформации энергии |
| title_fullStr | Протонная регуляция процессов фотосинтетической трансформации энергии |
| title_full_unstemmed | Протонная регуляция процессов фотосинтетической трансформации энергии |
| title_short | Протонная регуляция процессов фотосинтетической трансформации энергии |
| title_sort | протонная регуляция процессов фотосинтетической трансформации энергии |
| url | https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/66262 |
| work_keys_str_mv | AT zolotarevaek protonnaâregulâciâprocessovfotosintetičeskoitransformaciiénergii AT zolotarevaek protonnaregulâciâprocesivfotosintetičnoítransformaciíenergií AT zolotarevaek protonicregulationoftheprocessofphotosyntheticenergytransformation |