Мінливість геному пшениці в культурі in vitro

Наведено результати досліджень мінливості геному пшениці, яка виникає за культивування in vitro і спостерігається на різних рівнях його організації. Представлено відомості про зміни, які виявляються при дослідженні каріотипу, послідовностей ядерної, хлоропластної та мітохондріальної ДНК клітинних ку...

Ausführliche Beschreibung

Gespeichert in:

Bibliographische Detailangaben
Veröffentlicht in:	Цитология и генетика
Datum:	2011
Hauptverfasser:	Дубровна, О.В., Бавол, А.В.
Format:	Artikel
Sprache:	Ukrainisch
Veröffentlicht:	Інститут клітинної біології та генетичної інженерії НАН України 2011
Schlagworte:	Обзорные статьи
Online Zugang:	https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/66867
Tags:	Tag hinzufügen Keine Tags, Fügen Sie den ersten Tag hinzu!
Назва журналу:	Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine
Zitieren:	Мінливість геному пшениці в культурі in vitro / О.В. Дубровна, А.В. Бавол // Цитология и генетика. — 2011. — Т. 45, № 4. — С. 76-84. — Бібліогр.: 68 назв. — укр.

Institution

Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine

_version_	1859816814497759232
author	Дубровна, О.В. Бавол, А.В.
author_facet	Дубровна, О.В. Бавол, А.В.
citation_txt	Мінливість геному пшениці в культурі in vitro / О.В. Дубровна, А.В. Бавол // Цитология и генетика. — 2011. — Т. 45, № 4. — С. 76-84. — Бібліогр.: 68 назв. — укр.
collection	DSpace DC
container_title	Цитология и генетика
description	Наведено результати досліджень мінливості геному пшениці, яка виникає за культивування in vitro і спостерігається на різних рівнях його організації. Представлено відомості про зміни, які виявляються при дослідженні каріотипу, послідовностей ядерної, хлоропластної та мітохондріальної ДНК клітинних культур і рослин-регенерантів. Приведены результаты исследований изменчивости генома пшеницы, которая возникает в культуре in vitro и наблюдается на различных уровнях его организации. Представлены сведения об изменениях, выявляющихся при изучении кариотипа и последовательностей ядерной, хлоропластной и митохондриальной ДНК клеточных культур и растений-регенерантов. Results of researches of wheat genome variability in vitro and survey at various levels of its organization are generalized in the review. Data concerning the changes detected at karyotype level and in nuclear, chloroplast and mitochondrial DNAs of cultured cells and regenerated plant are presented.
first_indexed	2025-12-07T15:23:03Z
format	Article
fulltext	УДК 582.573.21.633 О.В. ДУБРОВНА, А.В. БАВОЛ Інститут фізіології рослин і генетики НАН України, Київ Е�mail: bavol1@rambler.ru МІНЛИВІСТЬ ГЕНОМУ ПШЕНИЦІ В КУЛЬТУРІ IN VITRO Наведено результати досліджень мінливості геному пшениці, яка виникає за культивування in vitro і спосте� рігається на різних рівнях його організації. Представле� но відомості про зміни, які виявляються при дослідженні каріотипу, послідовностей ядерної, хлоропластної та мітохондріальної ДНК клітинних культур і рослин�реге� нерантів. Вступ Значне місце в селекції пшениці відводиться використанню клітинних технологій, які ство� рюють генетичне розмаїття на рівні соматичних клітин, з наступним скринінгом генотипів, що мають цінні ознаки. Отримані практичні результати з клітинної селекції на стійкість до абіотичних та біотичних стресових чинників [1, 2], сомаклональної мінливості [3], генетич� ної інженерії [4] свідчать про можливість ви� користання біотехнологічних підходів для роз� ширення генетичного потенціалу пшениці та поліпшення існуючих генотипів за багатьма ознаками. Ці напрямки застосування потребу� ють більш поглибленого дослідження геномної мінливості та генетичної стабільності клітин, що вирощуються в умовах ізольованого росту на штучних живильних середовищах. Однією з характерних особливостей клітин� них культур пшениці є високий рівень геном� ної мінливості, яка виявляється не лише при вивченні каріотипу, а й послідовностей ядер� ної, хлоропластної та мітохондріальної ДНК [5–8]. У пшениці всі геномні зміни в клітинах, які культивуються в умовах in vitro, можна умовно поділити на дві групи. До першої на� лежать зміни, обумовлені генетичною гетеро� генністю вихідного експланту, що включають мутації, які виникли при диференціації, та со� матичні мутації, накопичені в тканинах рос� лини під час онтогенезу. Наприклад, в роботі Анрі та ін. [9] зазначено, що більшість анеу� плоїдних каріотипів у регенерантах пшениці, отриманих з нетривало культивованих калюс� них культур, є наслідком незбалансованих хромосомних чисел у експлантах – незрілих зародках. Іншу групу складають зміни, що без� посередньо виникли de novo за культивування in vitro. Наприклад, китайськими вченими [10] при дослідженні хромосом клітин калюсів та рослин�регенерантів не тільки було виявле� но транслокації, але й показано, що вони ви� никають саме за культивування in vitro. Вважається, що значна частина геномної мінливості в культурі in vitro виникає не ви� падково, а є наслідком запрограмованих у клі� тині процесів [11]. На сьогодні встановлено, що мінливість геному в культурі тканин пше� ниці спостерігається на різних рівнях його ор� ганізації у вигляді зміни кількості та структу� ри хромосом, ампліфікації й елімінації повто� рюваних ділянок ДНК, мутацій у кодуючих ді� ISSN 0564–3783. Цитология и генетика. 2011. № 576 © О.В. ДУБРОВНА, А.В. БАВОЛ, 2011 лянках ДНК, зміни рівня метилування цито� зинових і аденінових залишків, а також акти� вації мобільних генетичних елементів (МГЕ). Мінливість числа і структури хромосом Численними працями показано, що хромо� соми культивованих клітин пшениці зазнають значних кількісних і структурних змін. Описано різноманітні порушення каріотипу, такі як втрата однієї або кількох хромосом, транслока� ції, дуплікації, інверсії та ін. [5, 9, 10, 12–16]. Проте в працях різних авторів наводяться до� сить суперечливі дані щодо природи, спектра та часу виникнення цих змін. Такі розбіжності можна пояснити тим, що частота мутаційних змін в умовах in vitro залежить від багатьох факторів, зокрема складу живильного середо� вища, природи експланту, морфогенного по� тенціалу, віку калюсної культури тощо [9, 10, 13, 16, 17]. Значна частина дослідників у своїх роботах вказують на вплив компонентів живильного середовища, зокрема фітогормонів [18,19], на хромосомну мінливість. Карп та ін. [20] зазна� чають, що в рідкому живильному середовищі хромосомні зміни трапляються частіше, ніж на твердому агаризованому. Генотип та рівень плоїдності рослин також мають значний вплив на розмах хромосомної мінливості [21, 22]. По� казано, що суспензійні культури пшениці, от� римані від рослин різного рівня плоїдності (диплоїдні, тетраплоїдні, гексаплоїдні), відріз� няються між собою за рівнем хромосомної не� стабільності [23]. Крім того, рівень хромосомної мінливості може відрізнятися і у різних типів калюсних культур. Морфогенні калюси, як правило, ма� ють збалансовану кількість хромосом, в той час як неморфогенні характеризуються наяв� ністю поліплоїдних і анеуплоїдних клітин [22]. Відомо, що клітини із зміненим числом на� борів хромосом в культурі in vitro можуть утво� рюватися двома шляхами, але в основі своїй нерозривно зв’язаними з поділом клітин. Перший – це активація поділу передіснуючих в тканині експланта клітин з тим чи іншим набором хромосом, другий – поява таких клі� тин de novo в результаті різних змін процесу мітотичного циклу у вигляді блокування або випадіння окремих його стадій, а також в ре� зультаті порушень роботи мітотичного апарату та структурних перебудов хромосом [11]. Показано, що під час неорганізованого росту в культурі in vitro нестабільність регуля� ції процесів репарації та реплікації ДНК і по� рушення в мітозі можуть призводити до ендо� редуплікації ДНК, що обумовлює зростання ендополіплоїдії [24]. При цьому для культури ізольованих тканин характерною є наявність значної кількості поліплоїдних клітин, а дуже часто і повна поліплоїдизація, що призводить до появи поліплоїдних рослин�регенерантів [10, 13, 16, 25]. Причиною зміни кількості хромосом може бути ушкодження веретена поділу, що веде до нерозходження та відставання хромосом в ана� фазі. На думку Бабаєвої [26], в клітинах калюсів такі порушення відбуваються через часткове або повне припинення синтезу рРНК у ре� зультаті підвищеної конденсації ядерного хро� матину. Поліплоїдні клітини можуть утворю� ватися і в результаті злиття веретен поділу в дво� та багатоядерних клітинах. Іншою причиною зміни кількості хромо� сом у клітинах пшениці, культивованих in vitro, може бути елімінація частини хромосом або поява додаткових, так званих мініхромо� сом та double minute�хромосом [27, 28]. Так, Вінфільд та ін. [5] встановили, що хромосоми геному В в клітинах калюсів м’якої пшениці елімінувались значно частіше за хромосоми ге� номів А та D. В них також частіше відмічалися різні структурні перебудови. Поряд із зміною числа хромосом геномів А, В та D можуть з’являтися мініхромосоми – генетичні еле� менти з автономним способом реплікації, що звичайно мають значно менший розмір порівняно зі стандартними хромосомами ка� ріотипу. Мініхромосоми – лінійні або кільцеві молекули ДНК, що містять нативну кодуючу послідовність, мають власну рамку зчитуван� ня; крім того, лінійні мікрохромосоми мають теломерні послідовності на їхніх кінцях. На сьогодні minute�хромосоми та double minute� хромосоми були ідентифіковані як частинки гранулярного хроматину, що містять 0,17– 5,54 пг ДНК. В цих структурах ДНК за розмі� рами становить від 2,56 · 105 до 1,05 · 107 пар нуклеотидів. Звертає на себе увагу тісний зв’я� зок між утворенням minute�хромосом і амплі� ІSSN 0564–3783. Цитология и генетика. 2011. № 5 77 Мінливість геному пшениці в культурі in vitro фікацією ДНК та диференціацією клітин в емб� ріогенному калюсі пшениці [28]. На цитоло� гічних препаратах вони виявляються як ма� ленькі подвійні тільця, часто асоційовані з пев� ною хромосомою. Походження мініхромосом пшениці поки що не з’ясоване, проте вважаєть� ся, що їхня поява можлива в результаті циклів мостів і утворення ацентричних фрагментів. У літературі наводяться дані, які свідчать про те, що структурні зміни хромосом у кліти� нах культивованих тканин виникають частіше за кількісні зміни [22]. Невипадковість струк� турних перебудов хромосом пов’язана з особ� ливостями їхньої будови [15]. Аналіз структур� них змін хромосом привів до припущення, що локуси, в яких відбуваються хромосомні пере� будови, не є випадковими. Лі та Філліпс [16], узагальнюючи літературні та власні дані, роб� лять висновок, що в геномі існують специфіч� ні сайти хромосомних та хроматидних розри� вів. Автори також вказують, що такі ділянки пов’язані з певними гетерохроматиновими блоками. Наприклад, велика частина аберацій відбувається в хромосомах, які мають ядерце� вий організатор. Накопичення даних щодо ролі гетерохро� матину в розривах хромосом дозволило висуну� ти гіпотезу про пізню реплікацію гетерохрома� тину в клітинному циклі. Згідно з цією гіпо� тезою утворення анафазних мостів і наступні розриви хромосом відбуваються за рахунок недореплікації гетерохроматинових ділянок. Можливими причинами пізньої реплікації ге� терохроматину вважають збій у клітинному циклі та дисбаланс нуклеотидного обміну, зокрема нестачу аденіну та тиміну (нуклеотиди, які в значній кількості містяться в гетерохро� матинових ділянках) [29]. Виявлено припу� щення, що підвищена частота мітотичної ре� комбінації в культурі тканин може призводити до хромосомних перебудов [30, 31]. Специфічні умови культивування тканин in vitro спричиняють підвищення частоти виник� нення клітин з каріологічними змінами, що призводить до утворення рослин з різними ге� нетичними порушеннями [9–11, 14, 31]. На� приклад, китайські автори [10, 14] зазначають наявність таких структурних перебудов хромо� сом, як телоцентричні та дицентричні хромо� соми, делеції та фрагменти, внаслідок чого у отриманих регенерантів виявлено значне варі� ювання числа хромосом у клітинах. Карп та Меддок [25] провели цитологічні дослідження регенерантів пшениці, отриманих в культурі незрілих зародків, та виявили висо� ку частоту появи анеуплоїдів (близько 30 %). У більшості випадків анеуплоїдія була наслід� ком втрати або приєднання додатково однієї, рідше двох хромосом. Згідно з даними Kім та ін. [32], які досліджували рівень плоїдності рослин�регенерантів пшениці, отриманих з культури пиляків (всього було проаналізовано 83 зелені рослини та 222 альбіносні), частота виникнення гаплоїдів (3х) становила 43,6 %. На такому ж рівні (43 %) було зафіксовано по� яву подвійних гаплоїдів (6х). Автори вказують на порівняно низьку частоту виникнення на� ноплоїдів (9х) – 1,3 % та додекаплоїдів (12х) – 1,0 %, а також анеуплоїдів – 11,1 %. Звертає на себе увагу той факт, що у зелених рослин було зафіксовано значно нижчий рівень хро� мосомної мінливості порівняно з альбіносними. Анеуплоїдія (а саме моносомія й трисомія) та� кож може бути пояснена механізмом нероз� ходження хромосом, який спричиняє розри� ви, або бути результатом неоцентромерної ак� тивності гетерохроматину [33]. Значну хромо� сомну мінливість спостерігали в регенерантах пшениці, у яких експресується ген Ет [34]. Перебудови нуклеотидних послідовностей ДНК Зміни в нуклеотидних послідовностях ДНК можуть бути викликані помилками у роботі ДНК�полімерази, неефективною роботою сис� тем репарації, дезамінуванням метилованого цитозину, пошкодженням ДНК під дією ви� промінення або активних форм кисню. По� милки реплікації і репарації призводять як до транзицій, так і до трансверсій, дія випромі� нювання найчастіше викликає димеризацію тиміну, а дезамінування метилованого цито� зину призводить до С–Т�транзицій [33]. Крім того, радикали кисню можуть спричиняти ак� тивацію транспозонів, заміни нуклеотидів та інгібування метилаз, яке призводить до гіпо� метилування [33, 35]. Для виявлення перебудов нуклеотидних послідовностей ДНК пшениці при культиву� ванні тканин in vitro вже тривалий час застосо� вують методи ПДРФ [36] та ПЛР [37–41], зок� ISSN 0564–3783. Цитология и генетика. 2011. № 578 О.В. Дубровна, А.В. Бавол рема ISSR� та SSR�аналіз [38–41]. Геращенков та ін. [39] показали, що рівень поліморфізму, виявлений за допомогою RAPD�методу в культурі in vitro пшениці, невисокий. Попри значні переваги застосування того чи іншого підходу для виявлення перебудов ДНК, досить часто дослідники у своїй роботі поєднують кілька методів молекулярної генетики, що є більш ефективним і дозволяє детальніше до� сліджувати сомаклональну мінливість. Так, зроблено спроби оцінити ефективність марке� рів для аналізу сомаклональної мінливості пшениці на основі ISSR, RFLP та RAPD [41]. Перебудови нуклеотидних послідовностей за культивування in vitro спостерігаються як в ядерній ДНК, так і в ДНК клітинних органел. Перебудови ядерної ДНК. В літературі наво� дяться дані про те, що перебудови ядерної ДНК пов’язані як із мінливістю повторюваних послідовностей, так і змінами в кодуючих ді� лянках. Відомо, що повторювані послідовнос� ті ДНК не є такими консервативними, як уні� кальні ділянки, та часто зазнають змін за дії стресових умов, зокрема культивування in vitrо. Такі дані є і для пшениці [42]. Наприклад, ко� лективом науковців [43] проводились дослід� ження змін повторюваних послідовностей ДНК Triticum aestivum L. лінії ТаКВ1, отриманої з суспензійної культури. За допомогою гібри� дизації in situ була проаналізована гетерохро� матинова ділянка pSc119.2, що утворена по� вторюваними тандемними блоками. Автори показали зменшення розміру хромосом у лінії ТаКВ1 порівняно з вихідною формою за раху� нок делеції дистальних сегментів і зменшення кількості копій повторюваних послідовностей ДНК, а також загального числа таких сайтів. Дані, отримані групою російських дослід� ників на синтетичних алополіплоїдах Triticum [44], свідчать про можливу роль тандемних по� вторів з субтеломерною локалізацією Spelt1 та Spelt52 у формуванні алополіплоїду та органі� зації його геному на початкових етапах. Пока� зано, що Spelt1 у першому поколінні в біль� шості варіантів елімінувались, в той же час спостерігалась ампліфікація Spelt52. Аналогіч� ні зміни також можуть проходити в клітинах культивованих тканин. Зміни в кодуючих ділянках ядерної ДНК, обумовлені перебуванням рослинних тканин в умовах in vitrо, найповніше досліджені на при� кладі генів рибосомної ДНК (гени 5S, 5,8S, 18S, 25S, 45S – рРНК). Відомо, що такі гени розташовуються в одному чи кількох локусах, а їхнє число в клітині може сягати 500–20 000 ко� пій [45], що і обумовлює зручність роботи з ними. Дослідниками були описані значні якіс� ні та кількісні зміни певних ділянок рРНК та показано, що така мінливість обумовлена саме культивуванням in vitrо. Також були знай� дені значні якісні і кількісні варіації ділянки рДНК. Зміни копійності окремих ПДРФ� фрагментів рДНК у пшениці виявлені Чоудха� рі та ін. [46]. Автори довели, що ці зміни не є наслідком гетерозиготності використаного рослинного матеріалу, а утворились внаслідок культивування in vitro. У пшениці однією з основних реакцій на алополіплоїдизацію є елімінація ДНК послідов� ностей, що відбувається після утворення по� ліплоїду і охоплює значну частину геному, включаючи повторювані послідовності 45S рРНК [47]. Крім того, локалізація таких послі� довностей у теломерних ділянках хромосом значною мірою може сприяти їхній втраті чи зменшенню числа копій [48]. Оскільки при культивуванні in vitro часто спостерігається спонтанна поліплоїдизація, є всі підстави при� пускати, що в таких умовах також буде виявле� но елімінацію значних ділянок ядерної ДНК. Перебудови ДНК мітохондрій та хлороплас% тів. Культивування калюсних тканин призво� дить до виникнення різноманітних змін і в по� заядерній – мітохондріальній та хлоропласт� ній ДНК. У мітохондріальному геномі пшени� ці описано точкові мутації, делеції, інверсії та дуплікації [8, 49]. Так, Гартмен та ін. [8] не тільки виявили зміни в мтДНК у регенерантів, отриманих з калюсних культур пшениці сорту Chinese Spring, а й довели, що частота їхнього виникнення корелює з тривалістю культиву� вання калюсів. Про значні зміни в мтДНК клітин калюсів пшениці, що культивувались протягом тривалого періоду, повідомляється і у роботі японських дослідників [50]. Показано також, що для клітинних культур, отриманих з різних експлантів, характерні різні зміни в мтДНК [51]. Перебудови мтДНК виникають як у коду� ючих, так і некодуючих ділянках. У більшості ІSSN 0564–3783. Цитология и генетика. 2011. № 5 79 Мінливість геному пшениці в культурі in vitro випадків мутації мтДНК морфологічно чи фі� зіологічно не проявляються, однак інколи вдається простежити взаємозв’язок між зміна� ми в мтДНК та регенераційною здатністю ка� люсних культур [52, 53]. Відома також робота Обрі та ін. [54], результати якої переконливо свідчать про зміни молекулярної організації мітохондріального геному у культурі тканин пиляків пшениці та індукованих альбіносних рослин. Зміни мітохондріального геному опи� сано не тільки у рослин�регенерантів, але й у калюсних культур пшениці [55]. Показано, що перебудови мітохондріального геному успад� ковуються за материнською лінією [56]. При культивуванні in vitro у пластидній ДНК виникають мутації, які часто призводять до появи альбіносних рослин. Поява таких рос� лин є серйозною проблемою, яка постає при отриманні регенерантів в культурі пиляків. За� значено [13], що хлоропластна ДНК (хпДНК) безхлорофільних рослин�регенерантів, індукова� них з культури пиляків, характеризується чис� ленними перебудовами. Авторами було пока� зано, що у хлоропластах однієї і тієї ж росли� ни існують якісно різні молекули лінійної та кільцевої хпДНК. Слід зазначити, що до по� яви альбіносних рослин можуть призводити мутації і в ядерних генах. Так, Тавессон та ін. [56] не тільки підтверджують це, а й доводять наявність позитивної кореляції (r = 0,81) між генетично обумовленою здатністю до регене� рації та індукцією зелених рослин. На прикладі культури пиляків пшениці показано: склад живильного середовища та умови культиву� вання спричиняють мутації в генах, задіяних в синтезі хлорофілу, що врешті призводить до появи безхлорофільних рослин [57]. Активація мобільних генетичних елементів МГЕ широко представлені в геномі рослин та є важливим компонентом ядерної ДНК. У пшениці за приблизними підрахунками близь� ко 90 % геному представлено повторюваними послідовностями та 68 % – послідовностями, що здатні міняти свою локалізацію. Існує думка, що в культурі in vitro клітини, в яких присутні активні МГЕ, генетично більш нестабільні ніж ті, в яких ці ділянки геному не активні [58]. З огляду на літературні дані, на сьогодні не викликає сумніву, що культивування тка� нин in vitro, яке є потужним стресовим чинни� ком [58–60], здатне активізувати мобільні ге� нетичні елементи. Це в свою чергу призводить до виникнення мутацій. МГЕ індукують гене� тичну мінливість у широкому діапазоні – від структурних перебудов хромосом до незнач� них змін експресії генів [61, 62]. Однак слід за� значити, що навіть на сучасному етапі дослід� жень питання ступеня впливу МГЕ на гене� тичну мінливість до кінця не з’ясовано. Не� зважаючи на значний вклад у структуру гено� му цих елементів, їхній вплив на експресію су� міжних та віддалених генів також до кінця не вивчений. Одними з найбільш досліджених МГЕ у рослин, що здатні активізуватися за умов куль� тивування in vitro (культури тканин та прото� пластів), є LTR�вмісні ретротранспозони (під� група Ty1�copia). Аналіз нуклеотидних послі� довностей (секвенування) показав, що значне число ретротранспозонів підгрупи Ty1�copia ха� рактеризуються змінами в послідовностях та, як наслідок цього, зміщеними рамками зчиту� вання. Це розглядається як можливе пояснення зниження експресії генів, розташованих поряд з МГЕ. За допомогою RT�PCR у геномі пше� ниці також були знайдені ретротранспозони групи Ty1�copia. Дослідження показали, що ця група МГЕ досить гетерогенна. На даний мо� мент виявлено чотири типи таких ретротранс� позонів – TaRT�1–TaRT�4 [63]. Встановлено, що TaRT�1 представлені в геномі пшениці чис� ленними копіями (30000/гексаплоїдний геном), але за нормальних умов з низьким рівнем екс� пресії. Однак в умовах біотичного/абіотичного стресу (дія жасмонової або саліцилової кис� лот; присутність збудника борошнистої роси) рівень експресії ділянок TaRT�1 надзвичайно зростав. Це наштовхнуло авторів на думку про значну роль ретротранспозонів групи TaRT�1 у формуванні відповіді на дію стресових чинни� ків, за якої відзначається не тільки підвищен� ня рівня транскрипції зазначеної ділянки, а й активація транспозиції, що може призводити до виникнення мутацій або зміни рівня екс� пресії інших генів. У пшениці також знайдено ретротранспозон Wis2�1A [64]. Показано, що він може впливати на транскрипцію певних ділянок ДНК, внас� лідок чого змінюється експресія відповідних ISSN 0564–3783. Цитология и генетика. 2011. № 580 О.В. Дубровна, А.В. Бавол генів. Той факт, що ретротранспозони надзви� чайно широко представлені в геномі рослин та здатні активізуватися за дії стресового чин� ника, на думку дослідників, свідчить про їхню потенційну роль як контролюючих елементів геному. Таким чином, наведені факти свідчать про значну роль МГЕ у виникненні сомаклональ� ної мінливості та очевидний зв’язок цих еле� ментів з імунними системами. Метилування ДНК Значна увага при вивченні процесів гене� тичної нестабільності клітин рослин в культурі in vitro приділяється ферментативному мети� луванню цитозинових та аденінових залишків як можливому фактору, що приймає участь не лише в епігенетичних змінах активності генів, а й при функціонуванні геному на рівні репа� рації, рекомбінації та реплікації. Такі припу� щення ґрунтуються на даних про зміну рівня метилування цитозинових та аденінових за� лишків в окремих локусах та у геномі в цілому (були досліджені унікальні й повторювані по� слідовності, ділянки геному, що активно екс� пресуються, та випадкові Pstі�послідовності). Злакові були одними з перших об’єктів, у яких показано, що культивування in vitro призво� дить до зміни рівня метилування цитозинових та аденінових залишків ДНК [65]. Перші ж до� слідження виявили, що такі зміни зберігаються у рослин�регенерантів та стабільно успадко� вуються у наступних поколіннях. Однак пи� тання про загальну тенденцію зміни рівня ме� тилування геному в цілому та окремих локусів до цього часу залишається дискусійним. До� слідження інтегрального та локального (окре� мих локусів) рівня метилування ДНК, індуко� ване культивуванням in vitro, що проводились на різних видах рослин, показало наявність значних змін. Дослідники вказують на те, що за умов культивування in vitro рівень метилу� вання геному в цілому підвищується, тоді як для окремих генів, навпаки, знижується [66]. Можливими причинами такої невідповідності може бути посилення метилування повторю� ваних послідовностей та/або збільшення роз� міру геному за рахунок ампліфікації генів або активації ретротранспозонів. Підтвердженням цього є численні роботи зі секвенування по� слідовностей ДНК, які зазнавали змін метилу� вання в культурі in vitro. Таким змінам можуть піддаватися, зокрема, відомі структурні гени, мобільні генетичні елементи та послідовності хлоропластної ДНК [67, 68], однак відомі також роботи, у яких дослідники не знайшли відмін� ностей за рівнем метилування між ДНК, виді� леної з калюсів, та ДНК вихідного експланту. Кеплер та ін. [66] висунули гіпотезу про те, що у рослин зміна метилування ДНК є осно� вою виникнення сомаклональної мінливості, індукуючи активацію транспозонів, «гете� рохроматин�залежну ламкість хромосом» і змі� ни на рівні окремих нуклеотидів. Можливим механізмом виникнення генетичних змін є на� ступний: фізіологічні зміни, які відбуваються в клітинах за умов in vitro, призводять до зни� ження рівня метилування ДНК певних локусів, що в свою чергу активує мобільні генетичні елементи і викликає генетичні зміни типу дуп� лікацій, делецій і транслокацій певних ділянок ДНК. Повного експериментального підтверд� ження цієї гіпотези поки що не отримано, однак доведено тісну кореляцію між рівнем метилу� вання ДНК та активністю мобільних генетич� них елементів [68]. Філліпс та ін. [33] на під� твердження цієї гіпотези приводять дані, від� повідно до яких зміни в метилуванні ДНК обумовлюють модуляції хроматину, які зреш� тою призводять до змін на цитологічному рів� ні, а також замінам азотистих основ через про� цеси, аналогічні явищу RIP (repeat�induced point mutation) у грибів. Автори вважають, що пізніша реплікація гетерохроматину є од� ним з механізмів, які призводять до розривів хромосом та утворення хромосомних мостів. Крім того, останні можуть бути результатом порушення контролю клітинного циклу, що пе� решкоджає клітинному поділу, уповільнюючи реплікацію ДНК. Оскільки збільшення від� носної частки гетерохроматинових ділянок мо� же супроводжуватися збільшенням рівня мети� лування ДНК, висловлюється думка, що хро� мосомні мости можуть індукуватися змінами ферментативної модифікації цитозину, однак такі гіпотетичні ефекти експериментально не підтверджені. Сьогодні на молекулярному рівні сомакло� нальна мінливість вивчена недостатньо. Не� зважаючи на роботу, що продовжується у цьому ІSSN 0564–3783. Цитология и генетика. 2011. № 5 81 Мінливість геному пшениці в культурі in vitro напрямку, ряд аспектів є не до кінця висвітле� ними, зокрема вплив компонентів живильного середовища та умов культивування на геном рослинної клітини, реорганізації геному, що супроводжують дедиференціювання клітин, та ін. Вивчення генетичних основ сомаклональ� ної мінливості, її причин, механізмів, особли� востей та розмаху дозволить у перспективі зробити це явище керованим та удосконалити існуючі біотехнологічні методики. Крім того, результати таких досліджень дозволять відпо� вісти і на низку фундаментальних питань, зокрема дослідити реакцію рослин на стрес та визначити клітинні механізми, що діють у процесі еволюції. З’ясування особливостей та механізмів генетичної мінливості клітинних культур і пошуки шляхів її регуляції дозволить з більшою ефективністю використовувати біо� технологічні методи для вирішення генетико� селекційних задач у пшениці та матимуть важ� ливе значення не тільки для прикладних цілей, але й для спеціальної генетики цієї культури. О.V. Dubrovna, A.V. Bavol VARIABILITY OF WHEAT GENOME IN IN VITRO CULTURE Results of researches of wheat genome variability in vitro and survey at various levels of its organization are gen� eralized in the review. Data concerning the changes detect� ed at karyotype level and in nuclear, chloroplast and mito� chondrial DNAs of cultured cells and regenerated plant are presented. О.В. Дубровная, А.В. Бавол ИЗМЕНЧИВОСТЬ ГЕНОМА ПШЕНИЦЫ В КУЛЬТУРЕ IN VITRO Приведены результаты исследований изменчивос� ти генома пшеницы, которая возникает в культуре in vitro и наблюдается на различных уровнях его органи� зации. Представлены сведения об изменениях, выяв� ляющихся при изучении кариотипа и последователь� ностей ядерной, хлоропластной и митохондриальной ДНК клеточных культур и растений�регенерантов. СПИСОК ЛІТЕРАТУРИ 1. Zair I., Chlyah F., Sabounji K., Titahsen M., Chlyah H. Salt tolerance improvement in some wheat cultivars after application of in vitro selection pressure// Plant Cell, Tissue and Organ Culture. – 2003. – 73, № 3. – P. 237–244. 2. Svabova S., Lebeda L. In Vitro selection for improved plant resistance to toxin�producing pathogens // J. Phytopathol. – 2005. – 153. – P. 52–64. 3. Franzone P.M., Suarez E.Y., Solari R.M., Favert E.A., Rios R.D., Diaz�Paleo A.H. Somaclonal variation in three Argentinean varieties of Triticum aestivum with different karyotype variability // Plant Breed. – 1996. – 115. – P. 89–93. 4. Altpeter F., Vasil V., Srivastava V., St�ger E., Vasil I. Accelerated production of transgenic wheat (Triticum aestivum L.) plants // Plant Cell Rep. – 1996. – 16. – P. 12–17. 5. Winfield M., Schmitt M., Lorz H., Devery M. Nonrandom chromosome variation and morphogenic potential in cell lines of bread wheat (Triticum aestivum L.) // Genome. – 1995. – 38. – P. 869–878. 6. Wang L., Yen Y. Molecular basis of somaclonal variation in wheat // Mol. Plant Breed. – 2005. – 3. – P. 857– 863. 7. Tuvesson I., Perdersen S., Anderson S. Nuclear genes affecting albinism in wheat (Triticum aestivum L.) // Theor. Appl. Genet. – 1989. – 78. – Р. 879–883. 8. Hartmann C., Henry Y., De Buyser J., Aubry C., Rode A. Identification of new mitochondrial genome organiza� tion in wheat plants regenerated from somatic tissue cul� ture // Theor. Appl. Genet. – 1989. – 77. – P. 169–175. 9. Henry Y., Marcotte J., De Buyser J. The effect of aneu� ploidy on karyotype abnormality in wheat plants regen� erated from short and long�term somatic embryogene� sis // Plant Sci. – 1996. – 114. – P. 101–109. 10. Li S., Zhang Y. Chromosome variations of the calli and regenerated plants in common wheat // Acta Genet. Sin. – 1991. – 18. – P. 332–338. 11. Кунах В.А. Біотехнологія лікарських рослин. Гене� тичні та фізіолого�біохімічні основи. – К.: Логос, 2005. – 730 с. 12. Li H., Guo J., Li Y., Du L., Jia X., Chu C. Molecular cytogenetic analysis of intergeneric chromosomal translocations between wheat (Triticum aestivum L.) and Dasypyrum villosum arising from tissue culture // Genome. – 2000. – 43, № 5. – P. 756–762. 13. Jain S.M., Brar D.S., Ahloowalia B.S. Somaclonal vari� ation and induced mutations in crop improvement. – Kluwer : Acad. Publ., 1998. – 353 p. 14. Li L.H., Dong Y.S. Somaclonal variation in tissue cul� ture of Triticum aestivum. Agropyron desertorum F1 hybrid // Plant Breed. – 1994. – 112, № 2. – P. 160– 166. 15. Zorinyants S.E., Nosov A.V., Badaeva E.D., Smolens� kaya I.N., Badaev N.S. Cytogenetic analysis of a long� term Triticum timopheevii (Zhuk.) Zhul. cell suspension culture // Plant Breed. – 1995. – 114. – P. 219–225. 16. Lee M., Phillips R. The chromosomal basis of somaclon� al variation // Annual Rev. Plant Physiol. and Plant Mol. Biol. – 1988. – 39. – P. 413–437. 17. Hashim Z., Campbell W., Carman J. Normalization of ISSN 0564–3783. Цитология и генетика. 2011. № 582 О.В. Дубровна, А.В. Бавол the DNA content of telophase cells from wheat calli by nutrient modifications // Theor. Appl. Genet. – 1991. – 82. – P. 413–416. 18. Van Staden J.J., Fennell C.W., Taylor N.J. Plant stress in vitro : The role of phytohormones // Acta Hort. – 2006. – 1, № 725. – Р. 55–61. 19. Murata M. Effects of auxin and cytokinin on induction of sister chromatid exchanges in cultured cells of wheat (Triticum aestivum L.) // Theor. Appl. Genet. – 1989. – 78, № 4. – Р. 521–524. 20. Karp A., Wu Q., Steele S., Jones M. Chromosome variation in dividing protoplasts and cell suspensions of wheat // Theor. Appl. Genet. – 1987. – 74. – P. 140–146. 21. Henry Y., Nato A., De Buyser J. Genetic fidelity of plants from somatic embryos of cereals // Somaclonal Variation and Induced Mutations in Crop Improvement / Eds S.M. Jain, D.S. Brar, B.S. Ahloowalia. – Kluwer : Acad. Publ., 1998. – P. 65–80. 22. Gupta P.K. Chromosomal basis of somaclonal variation in plants // Ibid. – Р. 149–168. 23. Winfield M., Davey M., Karp A. A comparison of chro� mosome instability in cell suspensions of diploid, tetraploid and hexaploid wheats // Heredity. – 1993. – 70. – P. 187–194. 24. Joubes J., Chevalier С. Endoreduplication in higher plants // Plant Mol Biol. – 2000. – 43, № 5/6. – Р. 735– 745. 25. Karp A., Maddock S. Chromosome variation in wheat plants regenerated from cultured immature embryos // Theor. Appl. Genet. – 1984. – 67, № 2/3. – Р. 249–255. 26. Бабаева С.А., Петрова Т.Ф., Гапоненко А.К. Полипло� идия и политения в культивируемых in vitro клет� ках злаков // Генетика. – 1995. – 31, № 5. – С. 678– 683. 27. Buchowicz J. Nuclear extrachromosomal DNA of higher plants // Acta Biochim. Pol. – 1997. – 44, № 1. – P. 13– 20. 28. Shang X.M., Wang W.C. DNA amplification, chromatin variation and polytene chromosomes in differentiating cells of common wheat in vitro and roots of regenerat� ed plants in vivo // Genome. – 1991. – 34. – P. 799– 809. 29. Peschke V.M., Phillips R.L. Genetic implications of somaclonal variation in plants // Adv. Genet. – 1992. – 30. – P. 41–75. 30. Larkin P.J., Scowcroft W.R. Somaclonal variation – a novel source of variability from cell cultures for plant improvement // Theor. Appl. Genet. – 1981. – 60. – P. 197–214. 31. Viuff D., Greve T., Avery B., Hyttel P., Brockhoff B., Thomsen P. Chromosome aberrations in in vitro�pro� duced dovine embryos at days 2–5 post�insemination // Biol. Rep. – 2000. – 63, № 4. – P. 1143–1148. 32. Kim K.M., Baenziger P.S., Rybczynski J.J., Arumuganat� han K. Characterization of ploidy levels of wheat microspore�derived plants using laser flow cytometry // In Vitro Cell. Develop. Biol. – Plant. – 2003. – 39, № 6. – P. 663–668. 33. Phillips R.L., Kaeppler S.M., Olhoft P. Genetic instabil� ity of plant tissue cultures: breakdown of normal con� trols // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. – 1994. – 91. – P. 5222–5226. 34. Corre F., Henry Y., Rode A., Hartmann С. Em gene expression during somatic embryogenesis of monocot Triticum aestivum L. // Plant Sci. – 1996. – 117. – P. 139–149. 35. Finnegan R.J., Genger R.K., Peacock W.J., Dennis E.S. DNA methylation in plants // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. – 1998. – 49. – P. 223–247. 36. Chowdhury M., Vasil V., Vasil I. Molecular analysis of plants regenerated from embryogenic cultures of wheat (Triticum aestivum L.) // Theor. Appl. Genet. – 1994. – 87, № 7. – P. 821–828. 37. Brown P., Lange F., Kranz E., L�rz H. Analysis of single protoplasts and regenerated plants of wheat by PCR and RAPD technology // Mol. and Gen. Genet. – 1992. – 237, № 3. – P. 311–317. 38. Leroy X., Leon K., Hily J. Chaumeil P., Branchard M. Detection of in vitro culture�induced instability through inter�simple sequence repeat analysis // Theor. Appl. Genet. – 2001. – 102, № 6/7. – P. 885– 891. 39. Gerashchenkov G., Gorbunova V., Zarianova L., Rozhnova N., Bal V. RAPD�PCR analysis of the vari� ability of spring common wheat cultivar genomes and their androclinal double haploid form // Genetika. – 2000. – 36, № 8. – P. 1081–1087. 40. Leroy X., Leon K., Branchard M. Plant genomic insta� bility detected by microsatellite primers // Electron. J. Biotechnol. – 2000. – 3. – P. 140–148. 41. Nagaoka T., Ogihara Y. Applicability of inter�simple sequence repeat polymorphisms in wheat for use as DNA markers in comparison to RFLP and RAPD markers // Theor. Appl. Genet. – 1997. – 94. – P. 597–602. 42. Lapitan N.L.V., Sears R.G., Gill B.S. Amplification of repeated DNA sequences in wheat � rye hybrids regen� erated from tissue culture // Theor. Appl. Genet. – 1991. – 75. – P. 381–388. 43. Leitch A., Schwarzacher T., Wang M., Leitch I., Surlan� Momirovich G., Moore G., Heslop�Harrison J. Molecular cytogenetic analysis of repeated sequences in a long term wheat suspension culture // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. – 1993. – 33. – P. 287–296. 44. Salina E.A., Numerova O.M., Ozkan H., Feldman M. Alterations in subtelomeric tandem repeats during early stages of allopolyploidy in wheat // Genome. – 2004. – 47. – P. 860–867. 45. Куприянова Н.С. Консервативность и изменчивость рибосомной ДНК эукариот // Молекуляр. биоло� гия. – 2000. – 34, № 5. – С. 753–765. ІSSN 0564–3783. Цитология и генетика. 2011. № 5 83 Мінливість геному пшениці в культурі in vitro 46. Chowdhury M.K.U., Vasil I., Vasil I.K. Molecular analy� sis of plants regenerated from embryogenic cultures of wheat (Triticum aestivum L.) // Theor. Appl. Genet. – 1991. – 87. – P. 821–828. 47. Shaked H., Kashkush K., Ozkan H., Feldman M., Levy A. Sequence elimination and cytosine methylation are rapid and reproducible responses of the genome to wide hybridization and allopolyploidy in wheat // Plant Cell. – 2001. – 13. – P. 1749–1759. 48. Brasileiro�Vidal A.C., Cuadrado A.S., Brammer S.P., Zanatta A.C.A., Prestes A.M., Moraes�Fernandes M.I.B., Guerra M. Chromosome characterization in Thinopyrum ponticum (Triticeae, Poaceae) using in situ hybridization with different DNA sequences // Genet. Mol. Biol. – 2003. – 26, № 4. – Р. 505–510. 49. Morere�Le Paven M.C., De Buyser J., Henry Y., Harmann C, Rode A. Unusual inheritance of the mitochondrial genome organization in the progeny of reciprocal crosses between alloplasmic hexaploid wheat regenerants // Theor. Appl. Genet. – 1994. – 89. – P. 572–576. 50. Nizeki M., Lu Z. Somaclonal variation as a tool for plant breeding and genetics // Bull. Fac. Agrie. & Life Sci. Hirosaki Univ. – 2003. – № 6. – P. 1–17. 51. Mor�re�Le Paven M. C., De Buyser J., Henry Y., Corre E., Hartmann C., Rode A. Multiple pattern of mtDNA reorganization in plants regenerated from different in vitro cultured explants of a single wheat variety // Theor. Appl. Genet. – 1992. – 85. – P. 9–14. 52. Moieni A., Sarrafi A. Genetic analysis for haploid regeneration responses of hexaploid wheat // Plant Breed. – 1995. – 114. – P. 247–249. 53. Rode A., Harmann C., De Buyser J., Henry Y. Evidence for a direct relationship between mitochondrial genome organization and regeneration ability in hexa� ploid wheat somatic tissue culture // Curr. Genet. – 1988. – 14. – P. 387–394. 54. Aubry C., De Buyser J., Hartmann C., Henry Y., Rode A. Changes in the molecular organization of mitochondr� ial genome in albino tissue cultures derived from wheat pollen embryos and in plants regenerated from tissue culture // Plant Sci. – 1989. – 65. – P. 103–110. 55. Mor�re�Le Paven M.C., De Buyser J., Henry Y., Hart� mann C., Rode A. Unusual inheritance of the mitochon� drial genome organization in the progeny of reciprocal crosses between alloplasmic hexaploid wheat regener� ants // Theor. Appl. Genet. –1994. – 89. – P. 572–576. 56. Tuvesson I., Perdersen S., Anderson S. Nuclear genes affecting albinism in wheat (Triticum aestivum L.) // Theor. Appl. Genet. – 1989. – 78. – Р. 879–883. 57. Dogramaci�Altuntepe M., Peterson T., Jauhar P. Anther culture�derived regenerants of durum wheat and their cytological characterization // J. Hered. – 2001. – 92, № 1. – P. 56–64. 58. Gaspar T., Franck T., Bisbis B., Kevers C., Jouve L., Hausman J.F., Dommes J. Concepts in plant stress physiology. Application to plant tissue cultures // Plant Growth Regul. – 2002. – 37. – Р. 263–285. 59. Cassells A.C., Curry R.F. Oxidative stress and physiolog� ical, epigenetic and genetic variability in plant tissue culture: implications for micropropagators and genetic engineers // Plant Cell, Tissue Organ Culture. – 2001. – 64. – Р. 145–157. 60. Grandbastien M.A. Activation of plant retrotransposons under stress conditions // Trends Plant Sci. – 1998. – 3. – P. 181–187. 61. Martin T., Hellman H., Schmidt R., Willmitzer L., Frommer W.B. Identification of mutants in metaboliti� cally regulated gene expression // Plant J. – 1997. – 11, № 1. – P. 53–62. 62. Tang Y.M., Ma Y.Z., Li L.C., Ye X.G. Identification and characterization of reverse transcriptase domain of transcriptionally active retrotransposons in wheat genomes // J. Integr. Plant Biol. – 2006. – 47, № 5. – P. 604–612. 63. Todorovska Е. Retrotransposons and their role in plant genome evolution // Biotechnol. & Biotechnol. Eq. – 2007. – 3. – P. 294–305. 64. Kashkush K., Feldman M., Levy A. Transcriptional acti� vation of retrotransposons alters the expression of adja� cent genes in wheat // Nature Genet. – 2003. – 33. – P. 102–106. 65. Brown P.T.H. DNA methylation in plants and its role in tissue culture // Genome. – 1989. – 31. – P. 717–729. 66. Kaeppler S.M., Kaeppler H.F., Rhee Y. Epigenetic aspects of somaclonal variation in plants // Plant Mol. Biol. – 2000. – 43. – P. 179–188. 67. Li X., Yu X., Wang N. Genetic and epigenetic instabili� ties induced by tissue culture in wild barley (Hordeum brevisubulatum (Trin.) Link) // Plant Cell, Tissue Organ Culture. – 2007. – 90, № 2. – P. 153–168. 68. Slotkin R.К., Martienssen R. Transposable elements and the epigenetic regulation of the genome // Nat. Rev. Genet. – 2007. – 8, № 4. – P. 272–285. Надійшла 30.07.10 О.В. Дубровна, А.В. Бавол
id	nasplib_isofts_kiev_ua-123456789-66867
institution	Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine
issn	0564-3783
language	Ukrainian
last_indexed	2025-12-07T15:23:03Z
publishDate	2011
publisher	Інститут клітинної біології та генетичної інженерії НАН України
record_format	dspace
spelling	Дубровна, О.В. Бавол, А.В. 2014-07-23T18:55:06Z 2014-07-23T18:55:06Z 2011 Мінливість геному пшениці в культурі in vitro / О.В. Дубровна, А.В. Бавол // Цитология и генетика. — 2011. — Т. 45, № 4. — С. 76-84. — Бібліогр.: 68 назв. — укр. 0564-3783 https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/66867 582.573.21.633 Наведено результати досліджень мінливості геному пшениці, яка виникає за культивування in vitro і спостерігається на різних рівнях його організації. Представлено відомості про зміни, які виявляються при дослідженні каріотипу, послідовностей ядерної, хлоропластної та мітохондріальної ДНК клітинних культур і рослин-регенерантів. Приведены результаты исследований изменчивости генома пшеницы, которая возникает в культуре in vitro и наблюдается на различных уровнях его организации. Представлены сведения об изменениях, выявляющихся при изучении кариотипа и последовательностей ядерной, хлоропластной и митохондриальной ДНК клеточных культур и растений-регенерантов. Results of researches of wheat genome variability in vitro and survey at various levels of its organization are generalized in the review. Data concerning the changes detected at karyotype level and in nuclear, chloroplast and mitochondrial DNAs of cultured cells and regenerated plant are presented. uk Інститут клітинної біології та генетичної інженерії НАН України Цитология и генетика Обзорные статьи Мінливість геному пшениці в культурі in vitro Изменчивость генома пшеницы в культуре in vitro Variability of wheat genome in in vitro culture Article published earlier
spellingShingle	Мінливість геному пшениці в культурі in vitro Дубровна, О.В. Бавол, А.В. Обзорные статьи
title	Мінливість геному пшениці в культурі in vitro
title_alt	Изменчивость генома пшеницы в культуре in vitro Variability of wheat genome in in vitro culture
title_full	Мінливість геному пшениці в культурі in vitro
title_fullStr	Мінливість геному пшениці в культурі in vitro
title_full_unstemmed	Мінливість геному пшениці в культурі in vitro
title_short	Мінливість геному пшениці в культурі in vitro
title_sort	мінливість геному пшениці в культурі in vitro
topic	Обзорные статьи
topic_facet	Обзорные статьи
url	https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/66867
work_keys_str_mv	AT dubrovnaov mínlivístʹgenomupšenicívkulʹturíinvitro AT bavolav mínlivístʹgenomupšenicívkulʹturíinvitro AT dubrovnaov izmenčivostʹgenomapšenicyvkulʹtureinvitro AT bavolav izmenčivostʹgenomapšenicyvkulʹtureinvitro AT dubrovnaov variabilityofwheatgenomeininvitroculture AT bavolav variabilityofwheatgenomeininvitroculture

Мінливість геному пшениці в культурі in vitro

Institution

Ähnliche Einträge