Функцiональний стан фотосинтетичного апарату клiтин Euglena gracilis при мiксотрофному культивуваннi

Функцiональний стан фотосинтетичного апарату клiтин Euglena gracilis при мiксотрофному культивуваннi

Дослiджено стан фотосинтетичного апарату i змiни редокс-стану пластохiнонового пулу (ПХП) в мiксотрофних культурах Euglena gracilis, вирощених фотоавтотрофно (контроль) i фотогетеротрофно з додаванням у середовище 100 мМ етанолу або 100 мМ етанолу в поєднаннi с 40 мМ глутамату. Темнове вiдновленн...

Повний опис

Збережено в:
Бібліографічні деталі
Дата:2015
Автори: Мокросноп, В.М., Полiщук, О.В., Золотарьова, О.К.
Формат: Стаття
Мова:Ukrainian
Опубліковано: Видавничий дім "Академперіодика" НАН України 2015
Назва видання:Доповіді НАН України
Теми:
Біохімія
Онлайн доступ:https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/97742
Теги: Додати тег
Немає тегів, Будьте першим, хто поставить тег для цього запису!
Назва журналу:Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine
Цитувати:Функцiональний стан фотосинтетичного апарату клiтин Euglena gracilis при мiксотрофному культивуваннi / В.М. Мокросноп, О.В. Полiщук, О.К. Золотарьова // Доповiдi Нацiональної академiї наук України. — 2015. — № 10. — С. 77-84. — Бібліогр.: 15 назв. — укр.

Репозитарії

Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine
id nasplib_isofts_kiev_ua-123456789-97742
record_format dspace
spelling nasplib_isofts_kiev_ua-123456789-977422025-02-09T15:49:53Z Функцiональний стан фотосинтетичного апарату клiтин Euglena gracilis при мiксотрофному культивуваннi Функциональное состояние фотосинтетического аппарата клеток Euglena gracilis при миксотрофном культивировании The functional state of the photosynthetic apparatus of Euglena gracilis cells at the mixotrophic cultivation Мокросноп, В.М. Полiщук, О.В. Золотарьова, О.К. Біохімія Дослiджено стан фотосинтетичного апарату i змiни редокс-стану пластохiнонового пулу (ПХП) в мiксотрофних культурах Euglena gracilis, вирощених фотоавтотрофно (контроль) i фотогетеротрофно з додаванням у середовище 100 мМ етанолу або 100 мМ етанолу в поєднаннi с 40 мМ глутамату. Темнове вiдновлення ПХП, що корелює з вiдновленiстю первинного хiнонового акцептора QA, дослiджено методом iндукцiї флуоресценцiї хлорофiлу а. Показано, що з часом темнової iнкубацiї в мiксотрофних культурах E. gracilis вiдбувається поступове зниження максимального значення флуоресценцiї хлорофiлу. Зроблено висновок, що додавання етанолу як субстрату при мiксотрофному культивуваннi E. gracilis пiдвищує швидкiсть фотосинтетичного транспорту електронiв у її клiтинах; пiсля iнкубацiї E. gracilis на свiтлi з субстратами активується темнове вiдновлення ПХП, що супроводжується зниженням здатностi ФС2 до поглинання свiтлової енергiї. Исследовано состояние фотосинтетического аппарата и изменения редокс-состояния пластохинонового пула (ПХП) в миксотрофных культурах Euglena gracilis, выращенных фотоавтотрофно и фотогетеротрофно с добавлением в среду 100 мМ этанола или 100 мМ этанола в сочетании с 40 мМ глутамата. Темновое восстановление ПХП, коррелирующее со степенью восстановленности первичного хинонового акцептора QA, исследовано методом индукции флуоресценции хлорофилла а. Показано, что при темновой инкубации в миксотрофных культурах E. gracilis происходит постепенное снижение максимального значения флуоресценции хлорофилла. Сделан вывод, что добавление этанола в качестве субстрата при миксотрофном культивировании E. gracilis повышает скорость фотосинтетического транспорта электронов в ее клетках; после инкубации E. gracilis с субстратами на свету активируется темновое восстановление ПХП, что сопровождается снижением способности ФС2 к поглощению световой энергии. The state of the photosynthetic apparatus and changes in the redox state of a plastoquinone pool (PQP) in mixotrophic cultures of Euglena gracilis grown either photoautotrophically or photoheterotrophically by adding 100 mM ethanol or 100 mM ethanol together with 40 mM glutamate in the media are studied. Dark reduction of PQP, which correlated with the reduction degree of the primary quinone acceptor QA, has been studied by the induction of the fluorescence of chlorophyll a. It is shown that, at the dark incubation, the maximum value of chlorophyll fluorescence gradually decreases in mixotrophic cultures of E. gracilis. It has been concluded that the addition of ethanol as a substrate at the mixotrophic cultivation of E. gracilis increased the rate of photosynthetic electron transport in its cells; the dark reduction of PQP was activated after the light incubation of E. gracilis with substrates and accompanied by a decrease in the ability of PS 2 to absorb the light energy. 2015 Article Функцiональний стан фотосинтетичного апарату клiтин Euglena gracilis при мiксотрофному культивуваннi / В.М. Мокросноп, О.В. Полiщук, О.К. Золотарьова // Доповiдi Нацiональної академiї наук України. — 2015. — № 10. — С. 77-84. — Бібліогр.: 15 назв. — укр. 1025-6415 https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/97742 577.352+582.251.72 uk Доповіді НАН України application/pdf Видавничий дім "Академперіодика" НАН України
institution Digital Library of Periodicals of National Academy of Sciences of Ukraine
collection DSpace DC
language Ukrainian
topic Біохімія
Біохімія
spellingShingle Біохімія
Біохімія
Мокросноп, В.М.
Полiщук, О.В.
Золотарьова, О.К.
Функцiональний стан фотосинтетичного апарату клiтин Euglena gracilis при мiксотрофному культивуваннi
Доповіді НАН України
description Дослiджено стан фотосинтетичного апарату i змiни редокс-стану пластохiнонового пулу (ПХП) в мiксотрофних культурах Euglena gracilis, вирощених фотоавтотрофно (контроль) i фотогетеротрофно з додаванням у середовище 100 мМ етанолу або 100 мМ етанолу в поєднаннi с 40 мМ глутамату. Темнове вiдновлення ПХП, що корелює з вiдновленiстю первинного хiнонового акцептора QA, дослiджено методом iндукцiї флуоресценцiї хлорофiлу а. Показано, що з часом темнової iнкубацiї в мiксотрофних культурах E. gracilis вiдбувається поступове зниження максимального значення флуоресценцiї хлорофiлу. Зроблено висновок, що додавання етанолу як субстрату при мiксотрофному культивуваннi E. gracilis пiдвищує швидкiсть фотосинтетичного транспорту електронiв у її клiтинах; пiсля iнкубацiї E. gracilis на свiтлi з субстратами активується темнове вiдновлення ПХП, що супроводжується зниженням здатностi ФС2 до поглинання свiтлової енергiї.
format Article
author Мокросноп, В.М.
Полiщук, О.В.
Золотарьова, О.К.
author_facet Мокросноп, В.М.
Полiщук, О.В.
Золотарьова, О.К.
author_sort Мокросноп, В.М.
title Функцiональний стан фотосинтетичного апарату клiтин Euglena gracilis при мiксотрофному культивуваннi
title_short Функцiональний стан фотосинтетичного апарату клiтин Euglena gracilis при мiксотрофному культивуваннi
title_full Функцiональний стан фотосинтетичного апарату клiтин Euglena gracilis при мiксотрофному культивуваннi
title_fullStr Функцiональний стан фотосинтетичного апарату клiтин Euglena gracilis при мiксотрофному культивуваннi
title_full_unstemmed Функцiональний стан фотосинтетичного апарату клiтин Euglena gracilis при мiксотрофному культивуваннi
title_sort функцiональний стан фотосинтетичного апарату клiтин euglena gracilis при мiксотрофному культивуваннi
publisher Видавничий дім "Академперіодика" НАН України
publishDate 2015
topic_facet Біохімія
url https://nasplib.isofts.kiev.ua/handle/123456789/97742
citation_txt Функцiональний стан фотосинтетичного апарату клiтин Euglena gracilis при мiксотрофному культивуваннi / В.М. Мокросноп, О.В. Полiщук, О.К. Золотарьова // Доповiдi Нацiональної академiї наук України. — 2015. — № 10. — С. 77-84. — Бібліогр.: 15 назв. — укр.
series Доповіді НАН України
work_keys_str_mv AT mokrosnopvm funkcionalʹnijstanfotosintetičnogoaparatuklitineuglenagracilisprimiksotrofnomukulʹtivuvanni
AT poliŝukov funkcionalʹnijstanfotosintetičnogoaparatuklitineuglenagracilisprimiksotrofnomukulʹtivuvanni
AT zolotarʹovaok funkcionalʹnijstanfotosintetičnogoaparatuklitineuglenagracilisprimiksotrofnomukulʹtivuvanni
AT mokrosnopvm funkcionalʹnoesostoâniefotosintetičeskogoapparatakletokeuglenagracilisprimiksotrofnomkulʹtivirovanii
AT poliŝukov funkcionalʹnoesostoâniefotosintetičeskogoapparatakletokeuglenagracilisprimiksotrofnomkulʹtivirovanii
AT zolotarʹovaok funkcionalʹnoesostoâniefotosintetičeskogoapparatakletokeuglenagracilisprimiksotrofnomkulʹtivirovanii
AT mokrosnopvm thefunctionalstateofthephotosyntheticapparatusofeuglenagraciliscellsatthemixotrophiccultivation
AT poliŝukov thefunctionalstateofthephotosyntheticapparatusofeuglenagraciliscellsatthemixotrophiccultivation
AT zolotarʹovaok thefunctionalstateofthephotosyntheticapparatusofeuglenagraciliscellsatthemixotrophiccultivation
first_indexed 2025-11-27T16:44:08Z
last_indexed 2025-11-27T16:44:08Z
_version_ 1849962639998844928
fulltext УДК 577.352+582.251.72 В.М. Мокросноп, О. В. Полiщук, О. К. Золотарьова Функцiональний стан фотосинтетичного апарату клiтин Euglena gracilis при мiксотрофному культивуваннi (Представлено академiком НАН України К.М. Ситником) Дослiджено стан фотосинтетичного апарату i змiни редокс-стану пластохiнонового пулу (ПХП) в мiксотрофних культурах Euglena gracilis, вирощених фотоавтотрофно (контроль) i фотогетеротрофно з додаванням у середовище 100 мМ етанолу або 100 мМ етанолу в поєднаннi с 40 мМ глутамату. Темнове вiдновлення ПХП, що корелює з вiд- новленiстю первинного хiнонового акцептора QA, дослiджено методом iндукцiї флуоре- сценцiї хлорофiлу а. Показано, що з часом темнової iнкубацiї в мiксотрофних культу- рах E. gracilis вiдбувається поступове зниження максимального значення флуоресценцiї хлорофiлу. Зроблено висновок, що додавання етанолу як субстрату при мiксотрофному культивуваннi E. gracilis пiдвищує швидкiсть фотосинтетичного транспорту електро- нiв у її клiтинах; пiсля iнкубацiї E. gracilis на свiтлi з субстратами активується тем- нове вiдновлення ПХП, що супроводжується зниженням здатностi ФС2 до поглинання свiтлової енергiї. Ключовi слова: Euglena gracilis, флуоресценцiя хлорофiлу, етанол, мiксотрофна куль- тура, темнове вiдновлення пластохiнонового пулу. Мiкроводорiсть Euglena gracilis належить до царства Протисти i має здатнiсть як до фо- тосинтезу, так i до живлення за рахунок поглинання органiчних субстратiв iз середовища iснування, що є можливим як на свiтлi, так i в темрявi [1]. Органiчним джерелом енергiї та вуглецю для цього органiзму можуть бути рiзноманiтнi сполуки, включаючи етанол, який для бiльшостi iнших мiкроорганiзмiв є отруйним. Клiтини E. gracilis метаболiзують етанол у вiдносно високих концентрацiях (до 1%) з активацiєю росту культури. Катаболiзм етанолу в клiтинах E. gracilis вiдбувається за участю алкоголь- та альдегiддегiдрогеназ, розподiле- них мiж мiтохондрiями та цитоплазмою. Продуктами розщеплення молекули етанолу є двi молекули НАДН та ацетат, який є попередником ацетил-КоА [2–4]. Фiзiологiчними ефекта- ми етанолу в темрявi є активацiя клiтинного дихання, запобiгання втратi мiтохондрiальних ферментiв при переведеннi клiтин E. gracilis на свiтлове культивування, iнгiбування свiтло- iндукованого синтезу хлоропластних ферментiв, зокрема бiлкiв свiтлозбирального компле- ксу (СЗК) фотосистеми 2 (ФС2) [5–7]. Результати дослiджень в цьому напрямку свiдчать про високу пластичнiсть фотосинтетичного апарату E. gracilis, що обумовлює здатнiсть адаптуватись до рiзних метаболiчних стратегiй живлення [8]. Фотосинтетичний апарат E. gracilis має структурнi та фiзiологiчнi особливостi, що вiдрi- зняють його вiд бiльшостi вищих рослин та мiкроводоростей. Хлоропласти E. gracilis хлоро- фiтного типу, вкритi трьома оболонками. Тилакоїди в гранах групуються по 2–3, кiлькiсть хлорофiлу b значно менша за кiлькiсть хлорофiлу а, пiгментами ксантофiлового циклу є дiадиноксантин та дiатоксантин [9]. Вплив етанолу на стан фотосинтетичного апарату © В.М. Мокросноп, О. В. Полiщук, О.К. Золотарьова, 2015 ISSN 1025-6415 Доповiдi Нацiональної академiї наук України, 2015, №10 77 E. gracilis, якi ростуть на свiтлi, мало дослiджений, хоча культивування E. gracilis за його наявностi має бiотехнологiчне значення. Етанол прискорює синтез iмуностимулюючого по- лiсахариду парамiлону, тирозину, який є попередником у синтезi вiтамiну Е, накопичення повноцiнного бiлка. Етанол значно стимулює рiст культури E. gracilis, особливо в комбiна- цiї з глутаматом i малатом [10]. Метою роботи був аналiз стану фотосинтетичного апарату i змiн редокс-стану пласто- хiнону в мiксотрофних культурах E. gracilis, вирощених за наявностi етанолу або сумiшi етанолу та глутамату. Культура мiкроводоростi Euglena gracilis var. bacillaris вирощувалась 6 дiб у сольовому поживному середовищi (Cramer and Myers, 1952) без перемiшування та аерацiї при iнтен- сивностi свiтла 100 мкмоль · м−2 · с−1 та температурi 27 ◦C. На 7-му добу суспензiю клiтин роздiляли на алiквоти по 20 мл, в кожну з яких (крiм контролю) вносили субстрати: етанол (до концентрацiї 100 мМ) та етанол (100 мМ) з глу- таматом (40 мМ). Стан фотосинтетичного апарату клiтин E. gracilis оцiнювали за допомогою методу iнду- кцiї флуоресценцiї хлорофiлу з використанням флуорометра XE-PAM (“Walz”, Нiмеччина). Оцiнювали такi параметри флуоресценцiї хлорофiлу а, як максимальний квантовий вихiд ФС2 (Fv/Fm), фотохiмiчне гасiння флуоресценцiї хлорофiлу (qP) та ефективний кванто- вий вихiд ФС2 (ФPSII) [11]. Для оцiнки вказаних параметрiв зразок iнкубували в темрявi протягом 5 хв, пiсля чого на фонi вимiрювального свiтла визначали мiнiмальне значен- ня флуоресценцiї хлорофiлу (F0), давали насичуючий спалах (3000 мкмоль · м−2 · с−1), отримували максимальне значення флуоресценцiї хлорофiлу (Fm) i вираховували Fv/Fm: Fv/Fm = (Fm − F0)/Fm. Пiсля насичуючого спалаху вмикали дiюче свiтло iнтенсивнiстю 150 мкмоль· м−2·с−1на 5 хв. Пiсля закiнчення цього часу фiксували значення Ft i знову давали насичуючий спалах, фiксували значення F ′ m та вимикали дiюче свiтло. Фiксували значення F ′ 0 та вираховували ΦPSII : ΦPSII = (F ′ m − Ft)/F ′ m. Параметр F ′ v/F ′ m, квантовий вихiд роздiлення зарядiв у ФС2 на свiтлi (параметр Джентi), розраховували за формулою F ′ v/F ′ m = ΦPSII/Fv/Fm. Для дослiдження темнового вiдновлення пластохiнонового пулу (ПХП), що корелює з вiдновленiстю первинного хiнонового акцептора QA, аналiзували змiни рiвня F ′ 0. Для iндукцiї темнового вiдновлення ПХП створювали аноксигеннi умови, продуваючи зразок азотом 5 хв, пiсля чого вмикали свiтло iнтенсивнiстю 500 мкмоль · м−2·с−1 на 10 хв. Потiм свiтло вимикали i реєстрували змiни рiвня флуоресценцiї хлорофiлу в темрявi протягом 10 хв. Для оцiнки змiни положення СЗК давали насичуючi спалахи з iнтервалом 2 хв протягом 10 хв темнової iнкубацiї. Таким чином, отримували значення F ′ m для кожного спалаху. Фотосинтетичну активнiсть органiзмiв, здатних до фотосинтезу, можна встановити за параметрами флуоресценцiї хлорофiлу а. Спостереження за змiнами показникiв флуоре- сценцiї хлорофiлу (ФPSII, Fv/Fm та F ′ v/F ′ m) дає змогу аналiзувати вплив умов iснування органiзмiв на ефективнiсть перетворення енергiї свiтла в енергiю хiмiчних зв’язкiв. Ранiше ми показали, що при вирощуваннi E. gracilis на свiтлi за наявностi етанолу значно стиму- люється клiтинне дихання, що може iстотно вплинути на стан фотосинтетичного апарату органiзму [12]. Показник ФPSII характеризує частку поглинутого свiтла, що використовується на фото- хiмiчнi реакцiї. Змiни ФPSII при фiксованiй iнтенсивностi свiтла вiдображають змiни iнтен- сивностi лiнiйного електронного транспорту в хлоропластах. У мiкроводоростi E. gracilis, 78 ISSN 1025-6415 Доповiдi Нацiональної академiї наук України, 2015, №10 вирощеної в мiксотрофних умовах, ФPSII пiдвищений порiвняно з контролем (табл. 1). Додавання глутамату разом з етанолом сприяло збiльшенню ФPSII на 58%, а одного ли- ше етанолу — на 42% порiвняно з контрольним значенням. Фотохiмiчне гасiння флуоре- сценцiї хлорофiлу було найбiльшим у клiтин, iнкубованих за наявностi етанолу з глутама- том, i переважало на 72% контрольний показник, тодi як в культурi з етанолом — на 48%. Таким чином, додавання як одного етанолу, так i етанолу з глутаматом позитивно впли- нуло на швидкiсть електронного транспорту E. gracilis, а значить, i ефективнiсть фото- синтезу. Показник Fv/Fm, що характеризує максимальну ефективнiсть роздiлення зарядiв у ФС2, мав найбiльше значення в контрольному варiантi — 0,51. У клiтин E. gracilis, вирощених за мiксотрофних умов, значення Fv/Fm були нижчими за контроль, причому при додаваннi етанолу з глутаматом знижувалися до 0,46. Параметр Джентi, подiбно до ФPSII, зростав за наявностi етанолу, а найбiльше значення спостерiгалось у варiантi з додаванням етанолу з глутаматом. Низьке значення Fv/Fm для мiксотрофних культур, найiмовiрнiше, свiдчить не про по- шкодження фотосинтетичного апарату, а зумовленi змiною редокс-стану ПХП у темрявi. За час темнової преiнкубацiї зразкiв вiдбувається поступове вiдновлення ПХП, внаслiдок чого пiдвищується мiнiмальний рiвень флуоресценцiї (F ′ 0), що пiдтверджено результатами наших експериментiв, наведеними нижче. Процес темнового вiдновлення ПХП описаний для багатьох фотосинтезуючих органi- змiв [9, 13]. Перенесення електронiв вiдновних еквiвалентiв хлоропластiв на ПХП забез- печується НАДФН дегiдрогеназою, яка разом з термiнальною оксидоредуктазою залучена в процес хлоропластного дихання. При вiдсутностi свiтла, яке збуджує ФС1, та в умовах пригнiчення роботи оксидоредуктази вiдбувається вiдновлення ПХП, яке можна реєстру- вати за збiльшенням рiвня флуоресценцiї F ′ 0. У суспензiях клiтин з етанолом або етанолом i глутаматом спостерiгався пiдвищений рiвень F ′ 0 порiвняно з контролем (рис. 1). У першi хвилини пiсля вимкнення дiючого свiтла швидкiсть вiдновлення ПХП у дослiдних зразках зростала, що виглядає на кривiй флуо- ресценцiї як незначне пiдвищення, тодi як для контрольного варiанта характерною була його вiдсутнiсть. Iнкубацiя E. gracilis з етанолом протягом 24 год стимулює клiтинне дихання в 3 ра- зи порiвняно з автотрофним варiантом культури. У зв’язку з цим концентрацiя кисню в мiксотрофнiй культурi знижується, що може впливати на рiвень вiдновленостi ПХП [12]. Генерацiя вiдновлених еквiвалентiв у процесi катаболiзму екзогенних субстратiв та транс- локацiя їх в хлоропласти стимулює вiдновлення ПХП у темрявi [14]. Зростання швидкостi вiдновлення ПХП у першi хвилини пiсля вимкнення свiтла може бути додатково пов’язано з бiльш активним утворенням НАДФН на свiтлi в дослiдних зразках, внаслiдок збiльшення ефективностi фотосинтезу клiтин, про що свiдчать наведенi вище результати. Таблиця 1. Показники флуоресценцiї хлорофiлу культур E. gracilis, iнкубованих 24 год на свiтлi за наявностi етанолу, етанолу з глутаматом та при вiдсутностi субстрату Параметр Контроль Етанол Етанол + глутамат ФPSII 0, 19± 0, 04 0, 27± 0, 05 0, 3± 0, 06 F ′ v/F ′ m 0, 37± 0, 03 0, 55± 0, 03 0, 64± 0, 04 Fv/Fm 0, 51± 0, 014 0, 49± 0, 01 0, 46± 0, 02 ISSN 1025-6415 Доповiдi Нацiональної академiї наук України, 2015, №10 79 Рис. 1. Змiна показника F ′ 0 клiтин E. gracilis, iнкубованих 24 год за наявностi етанолу та етанолу з глутама- том пiсля вимкнення дiючого свiтла iнтенсивнiстю 500 мкмоль · м−2 · с−1. 1 — контроль; 2 — мiксотрофна культура з етанолом; 3 — мiксотрофна культура з етанолом i глутаматом Рис. 2. Змiна показника F ′ 0 суспензiй клiтин E. gracilis в анаеробних умовах пiсля вимкнення дiючого свiтла iнтенсивнiстю 500 мкмоль · м−2 · с−1. До вимiрювання зразки iнкубувались 24 год за наявностi етанолу та етанолу з глутаматом. 1 — контроль; 2 — мiксотрофна культура з етанолом; 3 — мiксотрофна культура з етанолом i глутаматом Динамiку темнового вiдновлення ПХП визначали за змiною F ′ 0 в умовах аноксiї. Згi- дно з отриманими результатами (рис. 2), у дослiдних варiантах у суспензiях E. gracilis вiдбувалося пролонговане зростання рiвня флуоресценцiї F ′ 0, яке мало найбiльше значен- ня в першу хвилину вимiрювання. В контрольному варiантi рiвень флуоресценцiї F ′ 0 був низьким та спадав з часом вимiрювання. Швидкiсть вiдновлення ПХП (∆F ′ 0) оцiнювали за вiдношенням значень F ′ 0 одразу пiсля вимкнення дiючого свiтла та пiсля 10 хв вимiрювання: ∆F ′ 0 = (F ′ 0(10 хв) − F ′ 0(1 с))/F ′ 0(10 хв). Для клiтин, що iнкубувалися з етанолом i глутаматом, швидкiсть вiдновлення ПХП була найбiльшою i становила 0,32 ± 0,01, у варiантi з етанолом — 0,26 ± 0,03, а в контролi — −0,35 ± 0,07. 80 ISSN 1025-6415 Доповiдi Нацiональної академiї наук України, 2015, №10 Рис. 3. Крива iндукцiї та темнового нефотохiмiчного гасiння флуоресценцiї хлорофiлу а клiтин E. graci- lis контрольного зразка. Fm(2, . . . , 10) — максимальний рiвень флуоресценцiї пiсля темнового промiжку тривалiстю 2, . . . , 10 хв Таким чином, iнгiбування окиснення ПХП оксидоредуктазою, iндуковане вiдсутнiстю О2, сприяло безперервному вiдновленню пластохiнону в клiтинах, що iнкубувалися за наяв- ностi етанолу або етанолу з глутаматом. Це може свiдчити про високий вiдновний потенцiал таких клiтин порiвняно з автотрофними клiтинами. Вiдомо, що темнове вiдновлення ПХП впливає на активнiсть ФС2 i рiвень темново- го нефотохiмiчного гасiння флуоресценцiї хлорофiлу. На клiтинах зеленої мiкроводоростi Chlamydomonas reinhardtii було показано, що додавання ацетату до поживного середови- ща стимулює не тiльки мiтохондрiальне дихання клiтин, але й хлоропластне. Темнове вiд- новлення ПХП та збiльшення трансмембранного градiєнта pH у тилакоїдах є причиною активацiї процесiв, спрямованих на сповiльнення лiнiйного електронного транспорту. До таких процесiв вiдносять функцiонування вiолаксантинового циклу та активацiю фосфата- зи, яка активує перемiщення СЗКII зi стану 1 у стан 2. Цi процеси зумовлюють розвиток темнового нефотохiмiчного гасiння флуоресценцiї хлорофiлу у вищих рослин i бiльшостi мiкроводоростей, наприклад C. reinhardtii [15]. У клiтинах E. gracilis вiдсутнiй типовий ксантофiловий цикл та типове для бiльшостi фотосинтетичних органiзмiв перемiщення СЗКII мiж ФС2 i ФС1. Дослiдження M. Doege та iн. [9] свiдчать про те, що дiадиноксантиновий цикл не здiйнює iстотного внеску в розви- ток швидко релаксуючого компонента нефотохiмiчного гасiння флуоресценцiї (qE ), а компо- нент iз середньою швидкiстю темнової релаксацiї (qT ) не залежить вiд перемiщення СЗКII, кiлькiсть яких у клiтинах даного органiзму значно знижена. Перерозподiл енергiї свiтла мiж фотосистемами в хлоропластах E. gracilis контролюється особливим пiгмент-бiлковим ком- плексом, який пов’язаний з обома фотосистемами i складається з бiлкiв СЗКI та СЗКII. Було встановлено, що флуоресценцiя даного комплексу, iзольованого за допомогою еле- ктрофорезу, збiгається з флуоресценцiєю всiєї клiтини. Даний механiзм qT залежить вiд активностi фосфатази, а отже, i вiд редокс-стану ПХП [9]. Згiдно з результатами дослiдження впливу екзогенних джерел вуглецю на розви- ток темнового нефотохiмiчного гасiння флуоресценцiї хлорофiлу в мiксотрофних куль- турах E. gracilis (рис. 3), з часом темнової iнкубацiї у даного органiзму вiдбувається поступове зниження максимального значення флуоресценцiї хлорофiлу, що свiдчить про ISSN 1025-6415 Доповiдi Нацiональної академiї наук України, 2015, №10 81 зменшення енергiї свiтла, яка поглинається ФС2. Мiж дослiдними зразками та контро- лем не було виявлено достовiрної рiзницi у швидкостi спаду максимальної флуоресценцiї з часом. На пiдставi отриманих даних можна зробити висновок, що додавання етанолу при мiксо- трофному культивуваннi E. gracilis пiдвищує ефективнiсть фотосинтетичного транспорту електронiв; пiсля iнкубацiї E. gracilis на свiтлi з субстратами активується темнове вiднов- лення ПХП. Цитована лiтература 1. Cook J. The cultivation and growth of Euglena // The Biology of Euglena. Vol. 1 / Ed. D.E. Buetow. – New York, London: Academic Press, 1968. – P. 243–314. 2. Ono K., Kawanaka Y., Izumi Y., Inui H., Miyatake K., Kitaoka S., Nakano Y. Mitochondrial alcohol dehydrogenase from ethanol-grown Euglena gracilis // J. Biochem. – 1995. – 117. – P. 1178–1182. 3. Rodriguez-Zavala J. S., Ortiz-Cruz M.A., Moreno-Sánchez R. Characterization of an aldehyde dehydroge- nase from Euglena gracilis // J. Eukaryot. Microbiol. – 2006. – 53, No 1. – P. 36–42. 4. Yaval-Sánchez B., Jasso-Chávez, Lira-Silva E., Moreno-Sánchez R., Rodriguez-Zavala J. S. Novel mi- tochondrial alcohol metabolizing enzymes of Euglena gracilis // J. Bioenerg. Biomembr. – 2011. – 43. – P. 519–530. 5. Garlaschi F., Garlaschi A., Lombardi A., Forti G. Effect of ethanol on the metabolism of Euglena gracilis // Plant Sci. Lett. – 1974. – 2. – P. 29–39. 6. Нarris R., Kirk J. Control of chloroplast formation in Euglena garcilis // Biochem. J. – 1969. – 113. – P. 195–205. 7. Rikin A., Schwartzbach S. Regulation by light and ethanol of the synthesis of the light-harvesting chlorophyll a/b-binding protein of photosystem II in Euglena // Planta. – 1989. – 178. – P. 76–83. 8. Vannini G. Degeneration and regeneration of chloroplasts in Euglena gracilis grown in the presence of acetate: ultrastructural evidence // J. Cell Sci. – 1983. – 61. – P. 413–422. 9. Doege M., Ohmann E., Tschiersch H. Chlorophyll fluorescence quenching in the alga Euglena gracilis // Photosynth. Res. – 2000. – 63. – P. 159–170. 10. Rodriguez-Zavala J. S., Ortiz-Cruz M.A., Mendoza-Hernández G., Moreno-Sánchez R. Increased synthesis of α-tocopherol, paramylon and tyrosine by Euglena gracilis under conditions of high biomass production // J. Appl. Microbiol. – 2010. – 109. – P. 2160–2172. 11. Maxwell K., Johnson G.N. Chlorophyll fluorescence – a practical guide // J. Exp. Bot. – 2000. – 51, No 345. – P. 659–668. 12. Мокросноп В.М., Полiщук О. В„ Золотарьова О.К. Вплив етанолу на дихання i фотосинтез Euglena gracilis // Мiкробiологiя i бiотехнологiя. – 2014. – № 3. – С. 49–56. 13. Ekelund N.G.A., Aronsson K.A. Changes in chlorophyll a fluorescence in Euglena gracilis and Chlamy- domonas reinhardtii after exposure to wood-ash // Environ. Exp. Bot. – 2007. – 59. – P. 92–98. 14. Hoefnagel M.H.N., Atkin O.K., Wiskich J. T. Interdependence between chloroplasts and mitochondria in the light and the dark // Biochim. Biophys. Acta. – 1998. – 1366, Iss. 3. – P. 235–255. 15. Endo T., Asada K. Dark induction of the non-photochemical quenching of chlorophyll fluorescence by acetate in Chlamydomonas reinhardtii // Plant Cell Physiol. – 1996. – 37, No 4. – P. 551–555. References 1. Cook J. The Biology of Euglena. Vol. 1 Ed. D.E. Buetow, New York, London: Academic Press, 1968: 243–314. 2. Ono K., Kawanaka Y., Izumi Y., Inui H., Miyatake K., Kitaoka S., Nakano Y. J. Biochem., 1995, 117: 1178–1182. 3. Rodriguez-Zavala J.S., Ortiz-Cruz M.A., Moreno-Sánchez R. J. Eukaryot. Microbiol., 2006, 53, No 1: 36–42. 4. Yaval-Sánchez B., Jasso-Chávez, Lira-Silva E., Moreno-Sánchez R., Rodriguez-Zavala J.S. J. Bioenerg. Biomembr., 2011, 43: 519–530 82 ISSN 1025-6415 Доповiдi Нацiональної академiї наук України, 2015, №10 5. Garlaschi F., Garlaschi A., Lombardi A., Forti G. Plant Sci. Lett., 1974, 2: 29–39. 6. Нarris R., Kirk J. Biochem. J., 1969, 113: 195–205. 7. Rikin A., Schwartzbach S. Planta., 1989, 178: 76–83. 8. Vannini G. J. Cell Sci., 1983, 61: 413–422. 9. Doege M., Ohmann E., Tschiersch H. Photosynth. Res., 2000, 63: 159–170. 10. Rodriguez-Zavala J. S., Ortiz-Cruz M.A., Mendoza-Hernández G., Moreno-Sánchez R. J. Appl. Microbiol., 2010, 109: 2160–2172. 11. Maxwell K., Johnson G.N. J. Exp. Bot., 2000, 51, No 345: 659–668. 12. Mokrosnop V.M., Polishchuk O.V., Zolotareva O.K. Microbiology and Biotechnology, 2014, No 3: 49–56. 13. Ekelund N.G.A., Aronsson K.A. Environ. Exp. Bot., 2007, 59: 92–98. 14. Hoefnagel M.H.N., Atkin O.K., Wiskich J. T. Biochim. Biophys. Acta, 1998, 1366, Iss. 3: 235–255. 15. Endo T., Asada K. Plant Cell Physiol., 1996, 37, No 4: 551–555. Надiйшло до редакцiї 08.07.2015Iнститут ботанiки iм. М. Г. Холодного НАН України, Київ В.М. Мокросноп, А.В. Полищук, Е. К. Золотарева Функциональное состояние фотосинтетического аппарата клеток Euglena gracilis при миксотрофном культивировании Институт ботаники им. М. Г. Холодного НАН Украины, Киев Исследовано состояние фотосинтетического аппарата и изменения редокс-состояния пла- стохинонового пула (ПХП) в миксотрофных культурах Euglena gracilis, выращенных фото- автотрофно и фотогетеротрофно с добавлением в среду 100 мМ этанола или 100 мМ эта- нола в сочетании с 40 мМ глутамата. Темновое восстановление ПХП, коррелирующее со степенью восстановленности первичного хинонового акцептора QA, исследовано методом индукции флуоресценции хлорофилла а. Показано, что при темновой инкубации в миксо- трофных культурах E. gracilis происходит постепенное снижение максимального значения флуоресценции хлорофилла. Сделан вывод, что добавление этанола в качестве субстрата при миксотрофном культивировании E. gracilis повышает скорость фотосинтетического транспорта электронов в ее клетках; после инкубации E. gracilis с субстратами на свету активируется темновое восстановление ПХП, что сопровождается снижением способно- сти ФС2 к поглощению световой энергии. Ключевые слова: Euglena gracilis, флуоресценция хлорофилла, этанол, миксотрофная куль- тура, темновое восстановление пластохинонового пула. V.M. Mokrosnop, A.V. Polishchuk, E.K. Zolotareva The functional state of the photosynthetic apparatus of Euglena gracilis cells at the mixotrophic cultivation M.G. Kholodny Institute of Botany of the NAS of Ukraine, Kiev The state of the photosynthetic apparatus and changes in the redox state of a plastoquinone pool (PQP) in mixotrophic cultures of Euglena gracilis grown either photoautotrophically or photohe- terotrophically by adding 100 mM ethanol or 100 mM ethanol together with 40 mM glutamate in the media are studied. Dark reduction of PQP, which correlated with the reduction degree of the primary quinone acceptor QA, has been studied by the induction of the fluorescence of chlorophyll a. ISSN 1025-6415 Доповiдi Нацiональної академiї наук України, 2015, №10 83 It is shown that, at the dark incubation, the maximum value of chlorophyll fluorescence gradually decreases in mixotrophic cultures of E. gracilis. It has been concluded that the addition of ethanol as a substrate at the mixotrophic cultivation of E. gracilis increased the rate of photosynthetic electron transport in its cells; the dark reduction of PQP was activated after the light incubation of E. gracilis with substrates and accompanied by a decrease in the ability of PS 2 to absorb the light energy. Keywords: Euglena gracilis, chlorophyll fluorescence, ethanol, mixotrophic culture, dark reducti- on of a plastoquinone pool. 84 ISSN 1025-6415 Доповiдi Нацiональної академiї наук України, 2015, №10

Схожі ресурси